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¿Es necesario esterilizar en autoclave una solución de sacarosa?

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Yo uso una solución de sacarosa al 10% para alimentar a los mosquitos de laboratorio. Hasta ahora, mezclo sacarosa en agua esterilizada en autoclave y la uso directamente para alimentar a los mosquitos. ¿Es necesario esterilizar en autoclave la propia solución de sacarosa antes de su uso?


No esterilizaría en autoclave esta solución: la sacarosa se descompondrá parcialmente en glucosa y fructosa. Una porción de los azúcares también caramelizará y coloreará la solución de amarillo a marrón.

Si necesita que la solución sea estéril, la esterilizaría por filtración, aunque esto puede ser difícil debido a la mayor viscosidad de la solución de azúcar. Si no ha visto ningún efecto negativo de preparar la solución fresca con agua esterilizada en autoclave, no creo que sea necesario cambiar su protocolo.


Encontré un protocolo estándar para el mismo aquí: http://vosshall.rockefeller.edu/assets/file/Vosshall%20Lab%20Mosquito%20Rearing%20SOP%20DEC%2012-2014.pdf

Eche un vistazo a la página no 8. Sugieren esterilizar en autoclave la solución de sacarosa.


Cómo preparar soluciones de sacarosa

La sacarosa es el nombre químico del azúcar de mesa. Consiste en una combinación de glucosa y fructosa y generalmente se obtiene de la caña de azúcar o de la remolacha azucarera. Una solución es un líquido, generalmente agua, con un sólido disuelto. Las soluciones de sacarosa se pueden utilizar como edulcorantes, como fuente de energía para los atletas o como analgésicos para los recién nacidos sometidos a un procedimiento breve y doloroso, según los autores de un artículo de enero de 2013 publicado por la & quotCochrane Database of Systematic Reviews & quot.


Procedimiento

  • Coloque el material a esterilizar dentro de la cámara de presión y llene el cilindro con suficiente agua
  • Cierre la tapa y encienda el calentador eléctrico.
  • Ajuste la válvula de seguridad a la presión requerida.
  • Después de que el agua hierva, permita que la mezcla de vapor y aire escape por el grifo de descarga hasta que todo el aire se haya desplazado.
    • Esto se puede probar pasando la mezcla de vapor y aire liberada del grifo de descarga a un balde de agua a través de un tubo de goma de conexión.
    • Cuando las burbujas de aire dejan de entrar en el balde, indica que todo el aire ha sido desplazado por el vapor.

    Control de esterilización

    Los autoclaves modernos tienen dispositivos para mantener la presión adecuada y registrar la temperatura interna durante el funcionamiento. Independientemente de la presencia de dicho dispositivo, la presión del autoclave debe controlarse periódicamente y mantenerse.

    1. Indicador biológico: Esporas de Geobacillus stearothermophilus (anteriormente llamado Bacillus stearothermophilus) son el mejor indicador porque son resistentes al vapor. Sus esporas mueren en 12 minutos a 121 ° C. Los Centros para el Control de Enfermedades (CDC) recomiendan esterilizar semanalmente en autoclave un cultivo que contenga endosporas resistentes al calor de Geobacillus stearothermophilus, para comprobar el rendimiento del autoclave. La tira de esporas y una ampolla de medio encerrada en un vial de plástico blando están disponibles comercialmente. El vial se coloca en el centro del material a esterilizar y se esteriliza en autoclave. Luego se rompe la ampolla interna, liberando el medio y se incuba todo el recipiente. Si no aparece crecimiento en el cultivo esterilizado en autoclave, la esterilización se considera eficaz.
    2. Cintas para autoclave: Cinta adhesiva de papel con marcas indicadoras químicas sensibles al calor que cambian de color o muestran franjas diagonales, las palabras "estéril" o "esterilizado en autoclave" cuando se exponen a una temperatura de esterilización efectiva (121 ° C) se utilizan para comprobar la eficacia de los autoclaves .
      Estas cintas se colocan dentro y cerca del centro de los paquetes grandes porque la penetración del calor en esas áreas asegura una penetración adecuada del calor (por ejemplo, cuando se asa un trozo grande de carne, la superficie puede estar bien cocida mientras que el centro todavía puede permanecer sin calentar, y si el centro se calienta lo suficiente, significa que se alcanza la temperatura deseada). Las cintas de autoclave no son totalmente fiables porque no indican cuánto tiempo se mantuvieron las condiciones adecuadas.
    3. Otros indicadores útiles son termopar y tubo de Browne.Par termoeléctrico es un dispositivo de medición de temperatura que registra la temperatura mediante un potenciómetro. Tubo de Browne (inventado por Albert Browne en 1930) contiene un tinte rojo sensible al calor que se vuelve verde después de ser expuesto a cierta temperatura durante un período de tiempo definido. La conversión del color del tinte proporciona información sobre la duración del tiempo y la temperatura.

    Usos del autoclave

    1. Instrumentos quirúrgicos
    2. Envases de plástico esterilizables en autoclave
    3. Tubos de plástico y puntas de pipeta
    4. Soluciones y agua
    5. Residuos biopeligrosos
    6. Cristalería (resistente al autoclave)

    Precauciones

    Nunca esterilice en autoclave ningún líquido en un recipiente sellado.


    PROCESO DE ESTERILIZACIÓN DEL CULTIVO VEGETAL

    ESTERILIZACIÓN POR CALOR SECO:

    ESTERILIZACIÓN DE LLAMA:

    ESTERILIZACIÓN EN AUTOCLAVE:

    ESTERILIZACIÓN DEL FILTRO:

    ESTERILIZACIÓN ALCOHOL:

    ESTERILIZACIÓN SUPERFICIAL DE EXPLANT:

    1. Lavar con agua corriente del grifo.
    2. Tratado con solución de cetavlon al 1%.
    3. Enjuague con alcohol etílico al 70% durante 30 segundos.
    4. Se trató con cloruro de mercurio al 0,2% con HCL 1 N durante 10-15 min.
    5. Enjuague con alcohol etílico al 70%.
    6. Enjuague 4-6 veces con agua destilada esterilizada.

    El proceso de esterilización de superficies es diferente para diferentes tipos de tejido (Explant).


    Sangre - Agar para infusión de corazón

    Agar para infusión de corazón complementado con sangre de oveja estéril. Se utiliza para el cultivo de organismos exigentes (especies de microbioma intestinal de abejas et al)

    1 litro Componente
    44 g Agar para infusión de corazón (HIA) (marca Difco)
    50 ml Sangre de oveja estéril

    Autoclave el agua y el medio (sin sangre) en un ciclo líquido de 20 minutos. Transfiera el medio esterilizado en autoclave a un baño de agua caliente a 55 grados Celsius. Deje que se equilibre durante 30 minutos a 1 hora. Agregue 100 ml de sangre (usando PipetAid) y revuelva para mezclar (no es necesaria una barra de agitación, pero no agite). Los círculos pequeños y suaves mientras la botella está sobre una superficie plana son suficientes para mezclar la sangre y el agar tibio. Agregue los antibióticos y suplementos necesarios (recuerde que el volumen ahora es de 1100 ml, no 1 L) y vierta en platos.

    Al igual que con otros agar, después de esterilizar en autoclave el HIA puede dejarlo solidificar a temperatura ambiente. Después de calentar al microondas para que se disuelva, aún debe enfriarse antes de agregar sangre.


    Procedimiento de autoclave

    Use equipo de protección personal:

    • Bata de laboratorio
    • Protección para los ojos
    • Zapatos cerrados
    • Guantes resistentes al calor para quitar artículos, especialmente cristalería caliente.

    Embalaje y carga

    • Solo se debe permitir que las personas designadas establezcan y / o cambien los parámetros de los autoclaves.
    • Antes de usar el autoclave, revise el interior para ver si hay elementos que dejó el usuario anterior y que podrían representar un peligro.
    • Limpie el colador de drenaje antes de cargar el autoclave.
    • Coloque siempre los artículos en un recipiente secundario.
    • No sobrecargue ni empaque las bolsas con demasiada fuerza. Deje suficiente espacio para la circulación del vapor. Si es necesario, coloque el recipiente de costado para maximizar la penetración del vapor y evitar que quede aire atrapado.
    • Use solo bolsas esterilizables en autoclave para empaquetar los desechos.
    • No permita que las bolsas toquen las paredes interiores del autoclave para evitar que el plástico se derrita.
    • Asegúrese de que haya suficiente líquido empacado con el contenido de las bolsas de autoclave si están secas.
    • Coloque la cristalería y el material de laboratorio sucios en recipientes secundarios y esterilícelos en autoclave en el ciclo de sólidos. No llene los contenedores más de 2/3 de su capacidad con líquidos. Afloje las tapas o use cierres ventilados.
    • En caso de cristalería limpia e instrumentos envueltos, colóquelos en un recipiente secundario antes de esterilizarlos en autoclave en el ciclo de productos envueltos.
    • Para la contención secundaria, utilice bandejas de autoclave de polipropileno, policarbonato o acero inoxidable. Las bandejas deben tener un fondo y lados sólidos para contener el contenido y atrapar los derrames.
    • Elija el ciclo apropiado para el material. La selección incorrecta del ciclo puede dañar el autoclave, hacer que el líquido se derrame o las botellas se rompan.
    • Inicie su ciclo y complete el registro de usuario del autoclave. Un ciclo completo suele tardar entre 1 y 1,5 horas.
    • Verifique que el manómetro de la cámara / camisa tenga una presión mínima de 20 libras por pulgada cuadrada (psi).
    • Cierre y trabe la puerta.
    • Verifique la temperatura de 250 ° F (121 ° C) en cada carga.
    • No intente abrir la puerta mientras el autoclave está funcionando.

    Descarga

    • Asegúrese de que el ciclo se haya completado y que tanto la temperatura como la presión hayan vuelto a un rango seguro.
    • Use el PPE descrito anteriormente, además de un delantal y un protector facial si está quitando líquidos. Aléjese de la puerta como medida de precaución y abra la puerta con cuidado no más de 1 pulgada. Esto liberará vapor residual y permitirá que la presión dentro de los líquidos y contenedores se normalice.
    • Deje reposar la carga esterilizada en autoclave durante 10 minutos en la cámara. Esto permitirá que el vapor se disipe y el aire atrapado se escape de los líquidos calientes, lo que reducirá el riesgo para el operador.
    • No agite los contenedores de líquidos sobrecalentados ni quite las tapas antes de descargarlos.
    • Coloque los líquidos en un área que indique claramente que los artículos están "calientes" hasta que se enfríen a temperatura ambiente.
    • Deje que los materiales esterilizados en autoclave se enfríen a temperatura ambiente antes de transportarlos. Nunca transporte materiales sobrecalentados.
    • Coloque la bolsa de riesgo biológico esterilizada en autoclave en una caja de desechos médicos regulada. Los líquidos infecciosos esterilizados en autoclave pueden desecharse en el alcantarillado sanitario.

    Técnicas utilizadas en el cultivo de tejidos vegetales (con diagrama)

    El artículo mencionado a continuación proporciona un resumen de las técnicas utilizadas en el cultivo de tejidos vegetales.

    Algunas de las técnicas son: (1) Preparación del medio de cultivo (2) Procedimiento de esterilización (3) Preparación de plantas asépticas (4) Técnicas asépticas e (5) Incubación del cultivo.

    Se han adoptado varias técnicas para el cultivo in vitro de células, tejidos y órganos de plantas. Entre ellas, algunas son técnicas generales que se siguen esencialmente en todos los experimentos.

    Tecnología generalniques:

    Las preparaciones de medio nutritivo, esterilización, manipulación aséptica, mantenimiento de cultivo son las técnicas generales.

    Técnica n. ° 1. Preparación del medio de cultivo:

    Las células, tejidos y órganos de las plantas in vivo obtienen los nutrientes y los requisitos de crecimiento adecuados del cuerpo vegetal intacto para su crecimiento y desarrollo organizados. Las células, los tejidos y los órganos aislados también necesitan nutrientes para su crecimiento y desarrollo in vitro. Entonces, los nutrientes se suministran artificialmente según el medio formulado por varios trabajadores. El objetivo principal de la preparación del medio es cultivar la célula, el tejido y el órgano in vitro.

    Los medios deben prepararse con cuidado y se recomienda el siguiente procedimiento.

    Para hacer 1 litro de medio MS:

    (i) Disuelva 30 g de azúcar de caña en 200 ml de DDH2O. Mezclar 1-2 g de carbón activado y filtrar a través de papel de filtro, colocado dentro del embudo Buchner colocado en un matraz cónico especial con accesorio de brazo lateral pequeño. El filtrado se realiza mediante el uso de una bomba de succión.

    (ii) Tome DDH2O en otro matraz y agregue en secuencia la cantidad apropiada de solución madre de la siguiente manera:

    Las concentraciones deseadas de auxina y / o citoquinina se agregan a partir de la solución madre de acuerdo con la fórmula:

    Concentración deseada / concentración de stock

    = cantidad (ml) de solución madre que debe tomarse para un litro de medio.

    Si la cantidad del medio es menor a un litro, entonces se agregan hormonas usando otra fórmula:

    Concentración requerida X Volumen de medio / concentración de stock X1, 000

    = cantidad (ml) de solución madre a añadir.

    (iii) Vierta la solución de sacarosa filtrada y la mezcla de sal, vitaminas, aminoácidos y solución de hormonas en un cilindro medidor de un litro. Lleve el volumen final a un litro con DDH2O. Agite bien para mezclar uniformemente.

    (iv) Ajustar el pH del medio líquido 5.6-5.8 con la ayuda de 0.1 (N) HCl o 0.1 (N) NaOH. Esta operación se realiza mediante el medidor de pH.

    (v) Agregue agar del 5% al ​​8% al medio líquido para formar un medio sólido. Calentar a 60 ° C para disolver el agar por completo. De lo contrario, sin agregar agar, se puede usar medio líquido para cultivo.

    (vi) Dispensar el medio de cultivo en un tubo de cultivo (20 ml / tubo) o en un matraz cónico de boca ancha (25-40 ml / matraz). Inserte el tapón de algodón no absorbente envuelto con un paño calibre. Cubre el tapón con la ayuda de papel marrón y una goma elástica.

    (vii) El medio finalmente se esteriliza mediante autoclave.

    Técnica # 2. Procedimiento de esterilización:

    El medio de cultivo, especialmente cuando contiene azúcar, también favorecerá el crecimiento de microorganismos como bacterias, hongos, etc. Por lo tanto, si entran en contacto con el medio, ya sea en forma celular o en forma de esporas, los microorganismos crecen más rápido que el tejido vegetal superior debido a su breve ciclo de vida y matará el tejido. Los microorganismos pueden provenir de viales de vidrio, instrumentos, medio nutritivo utilizado para el cultivo e incluso del propio material vegetal. Por lo tanto, la superficie del tejido vegetal y todos los artículos no vivos, incluido el medio nutritivo, deben esterilizarse.

    (i) Esterilización de artículos muertos:

    El procedimiento de esterilización de rutina de artículos no vivos como medio nutritivo, artículos de vidrio, agua destilada, instrumentos (envueltos con papel marrón) es autoclavar bajo vapor a una presión de 15 lb / in 2 y una temperatura de 120 ° C durante 15 minutos.

    Los compuestos termolábiles a menudo se agregan al medio y dicho medio se esteriliza a temperatura ambiente o en frío pasándolo a través de un filtro bacteriano.

    Un método alternativo para esterilizar artículos e instrumentos de vidrio es calentarlo en un horno a 150 ° C durante 3-4 horas.

    Debe tenerse en cuenta que al esterilizar en autoclave viales de vidrio con tapón de rosca, se debe tener cuidado de asegurarse de que las tapas no estén cerradas con demasiada fuerza para que los gases puedan expandirse sin riesgo de explosión.

    (ii) Esterilización de material vegetal:

    El material vegetal que se va a cultivar debe esterilizarse en la superficie para eliminar los microorganismos transmitidos por la superficie. Este procedimiento se realiza frente a un flujo de aire laminar o dentro de la cámara de inoculación antes de inocular el material vegetal en el medio de cultivo (Fig. 1.10).

    (1) El material vegetal completamente lavado o el ex- plant en agua del grifo se sumergen en una solución al 5% v / v de detergente líquido como & # 8216Teepol & # 8217 durante 10-15 minutos. Luego, lave bien el material con agua del grifo y finalmente con agua destilada. Este paso se puede realizar en el laboratorio general. Los pasos posteriores se realizan frente a un flujo de aire laminar o la cámara de inoculación preesterilizada.

    (2) Sumerja los explantes en alcohol etílico al 70% durante 60 segundos.

    (3) Transfiera inmediatamente el material a una botella de mandíbula esterilizada en autoclave y vierta cloruro de mercurio al 0,1% (HgCl2) Solución de hipoclorito de sodio al 5-10% (v / v). Consérvelos durante 10 a 15 minutos. Durante ese período, la botella se agita con frecuencia para agitar, de modo que todas las superficies del material vegetal entren igualmente en contacto con el esterilizante.

    (4) Después de 10-15 minutos, decante el esterilizante y lave los explantes minuciosamente con varios cambios de agua destilada esterilizada en autoclave para eliminar todos los rastros de esterilizante.

    (5) Luego, los explantes están listos para el cultivo.

    Técnica # 3. Preparación de plantas asépticas:

    La esterilización de la superficie del tejido vegetal puede causar algún efecto deletéreo porque la mayoría de los esterilizantes son productos químicos tóxicos. Las semillas pueden resistir más o menos este efecto deletéreo debido a la presencia de su cubierta de semillas. Por lo tanto, para evitar la esterilización superficial del tejido vegetal, las semillas se esterilizan en la superficie y se cultivan en un medio nutritivo basal simple.

    Las semillas en cultivo germinan y dan lugar a una plántula aséptica. Los explantes de tales plántulas cultivadas en condiciones asépticas y controladas son el material más adecuado para el cultivo y no necesitan más esterilización de la superficie.

    (1) Lave bien las semillas secas con agua del grifo (Fig. 1.11).

    (2) Sumerja las semillas en una solución de teepol al 5% (v / v) durante 10-15 minutos. Decante la solución de Teepol y vuelva a lavar las semillas con agua del grifo y finalmente con agua destilada.

    (3) Enjuague las semillas con alcohol etílico al 70% durante 1 minuto.

    (4) Delante del flujo de aire laminar, transfiera las semillas a una botella esterilizada en autoclave y vierta HgCl al 0,1%2 solución (p / v) para que las semillas se sumerjan. Dejar actuar de 10 a 15 minutos. Revuelve la botella con frecuencia.

    (5) Decantar el esterilizante y lavar 3-4 veces con agua destilada esterilizada en autoclave.

    (6) Transfiera las semillas del frasco al petridish esterilizado en autoclave con la ayuda de unas pinzas esterilizadas.

    (7) Abra el cierre del vial de cultivo que contiene el medio nutritivo basal. Flamear el cuello del vial de cultivo y en rápida sucesión transfiera algunas semillas al medio. Reemplace el cierre.

    (8) Incubar las semillas en oscuridad continua ya sea a temperatura ambiente oa 25-28 ° C.

    Técnica # 4. Técnicas asépticas:

    Se deben tomar precauciones para evitar la entrada de cualquier microorganismo al momento de transferir los explantes esterilizados en superficie sobre el medio nutriente (inoculación) utilizando los instrumentos esterilizados. Por esta razón, la manipulación y la transferencia deben realizarse idealmente en condiciones asépticas. Desde la esterilización de la superficie hasta la inoculación, todas las operaciones deben realizarse de forma aséptica.

    A continuación se da un procedimiento típico de técnica aséptica:

    (1) Coloque todos los artículos esterilizados (medios, instrumentos, artículos de vidrio, etc.) para la inoculación en las rejillas de vidrio de la cámara de inoculación. Alternativamente, si se dispone de flujo de aire laminar, mantenga todos los artículos sobre la mesa del gabinete de flujo de aire. El flujo de aire laminar sopla aire libre de bacterias sobre la superficie de trabajo.

    (2) Encienda el interruptor de las lámparas UV de la cámara de inoculación durante una hora antes del trabajo. En caso de flujo de aire laminar, el interruptor de encendido se enciende y permite que el flujo de aire sople aire durante al menos 15 minutos antes del trabajo.

    (3) Apague la lámpara UV antes de entrar en la cámara de inoculación. No posponga el flujo de aire laminar. La superficie de la mesa de trabajo de vidrio de la cámara de inoculación o la mesa de flujo de aire laminar se limpia con alcohol antes de comenzar a trabajar.

    (4) Use un delantal limpio y use una máscara. Limpiar las manos con alcohol y secarlas.

    (5) Vierta alcohol en un recipiente de acoplamiento limpio y sumerja todos los instrumentos en él. Enciende la lámpara espiritual. Tome la superficie de material vegetal esterilizado o aséptico en una placa de Petri estéril.

    (6) Flame el cuello del tubo de cultivo o matraz y, en rápida sucesión, retire el tapón de los viales de vidrio. Transfiera el tejido al medio y vuelva a colocar el cierre. Cada vez, los instrumentos pasan a través de la llama de la lámpara espiritual.

    (1) Mantenga siempre alejadas las manos humedecidas con alcohol de la lámpara de alcohol. Así que primero seca el alcohol.

    (2) La exposición a la luz ultravioleta genera una alta concentración de gas ozono (tóxico) dentro de la cámara cerrada. Por lo tanto, es saludable ingresar a la cámara solo 15-30 minutos después de apagar la lámpara UV.

    (3) No sumerja instrumentos calientes en alcohol y no utilice instrumentos calientes para cortar o sujetar el material vegetal.

    (4) Trabaje con cuidado y trate de asegurarse de que los medios y los tejidos vegetales estén expuestos al material vegetal.

    (5) No caliente excesivamente el cuello de los viales de vidrio.

    Técnica # 5. Incubación de cultivos:

    Es probable que las altas temperaturas conduzcan a la disociación del medio de cultivo y al daño tisular, mientras que a temperaturas muy bajas el crecimiento del tejido es lento. Una vez más, algunos tejidos crecen bien en la oscuridad, mientras que otros necesitan condiciones tanto de luz como de oscuridad. La baja humedad provoca la rápida desecación del medio de cultivo y la alta humedad favorece la contaminación del medio de cultivo. Por lo tanto, los cultivos se incuban en una sala de cultivo donde se controlan la luz, la temperatura y la humedad.

    (1) Después de inocular el tejido en el medio de cultivo, los cultivos se incuban en una rejilla de cultivo a una temperatura constante de 25-28 ° C.

    (2) Los tubos de cultivo se colocan en una posición inclinada de 30-45 °. Para este propósito, se coloca un palo largo de madera o una cubierta de papel vacía de lámpara de fluorescencia en el medio de la rejilla de cultivo y se coloca el extremo tapado del tubo de cultivo sobre el soporte.

    (3) La iluminación es proporcionada por luz fluorescente blanca fría colocada aproximadamente a 18 pulgadas por encima del cultivo para dar una intensidad de luz de 4 & # 8211 10 x 10 3 lux durante 16 horas.

    (4) Si la luz no es necesaria, apáguela y cubra todo el estante con un paño negro.


    Fermentación de sacarosa por Saccharomyces cerevisiae que carece de transporte de hexosa

    La sacarosa es la principal fuente de carbono utilizada por Saccharomyces cerevisiae durante la producción de levadura de panadería, etanol combustible y varias bebidas destiladas. En general, se acepta que la fermentación de la sacarosa se produce a través de la hidrólisis extracelular del azúcar, mediada por la invertasa periplásmica, que produce glucosa y fructosa que se transportan al interior de las células y se metabolizan. En el presente trabajo analizamos la contribución a la fermentación de sacarosa de una vía mal caracterizada de utilización de sacarosa por las células de S. cerevisiae, el transporte activo del azúcar a través de la membrana plasmática y su hidrólisis intracelular. Una cepa de levadura que carece de los principales transportadores de hexosa (hxt1-hxt7 y gal2) es incapaz de crecer o fermentar glucosa o fructosa. Nuestros resultados muestran que esta cepa hxt-null todavía es capaz de fermentar sacarosa debido a la absorción directa del azúcar en las células. La deleción del gen AGT1, que codifica un simportador de sacarosa-H (+) de alta afinidad, hizo que las células fueran incapaces de fermentar la sacarosa. Dado que la sacarosa no es un inductor de la permeasa, la expresión de AGT1 debe ser constitutiva para permitir el crecimiento de la cepa nula de hxt en sacarosa. La caracterización molecular del transporte activo de sacarosa y la fermentación por células de S. cerevisiae abre nuevas oportunidades para optimizar las levaduras para procesos industriales basados ​​en la caña de azúcar.


    ¿Es necesario esterilizar en autoclave una solución de sacarosa? - biología

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    ¿Es necesario esterilizar en autoclave una solución de sacarosa? - biología

    El tubo de diálisis es permeable al agua, pero no a otros solutos. Nos propusimos determinar las concentraciones de dos soluciones de sacarosa desconocidas colocando cada una de ellas en un tubo de diálisis y luego sumergiendo el tubo en soluciones estándar de sacarosa separadas, lo que permitió que la ósmosis llevara las concentraciones al equilibrio. Usando medidas conocidas de la masa de sacarosa y la concentración inicial de los estándares, primero calculamos la masa de equilibrio de sacarosa, la concentración y luego la concentración inicial de las incógnitas. Descubrimos que ambas soluciones eran hipertónicas a nuestro estándar del 1%. La solución A contenía un 1,09% de sacarosa y la solución B contenía un 1,06% de sacarosa.

    La ósmosis es la difusión de agua a través de una membrana selectivamente permeable. En este proceso biológico, el agua se esparce naturalmente a través de la membrana semipermeable desde áreas de baja concentración de soluto a áreas de alto soluto hasta que las concentraciones se igualan. La ósmosis ocurre independientemente de cuáles sean los solutos en cada solución, lo único que importa son sus concentraciones relativas (Allaby, 2007). El proceso osmótico es crucial para los organismos vivos porque mantiene el equilibrio de agua entre la célula y su entorno. Las membranas celulares selectivamente permeables regulan las concentraciones intercelulares y extracelulares a través de la ósmosis (Whitmire, 2009).

    En el laboratorio, los tubos de diálisis pueden simular el proceso de ósmosis a través de las membranas celulares. Al igual que las membranas celulares, los tubos de diálisis, que generalmente están hechos de celulosa regenerada, son semipermeables, lo que permite el paso de moléculas más pequeñas y bloquea las más grandes. Las soluciones se pueden colocar en el tubo atando un extremo del tubo, vertiendo la solución en el tubo y haciendo un nudo para sellar el otro extremo del tubo. Luego, la bolsa se puede suspender en agua para separar las sales u otros compuestos de bajo peso molecular (Gorin, 2009).

    Este experimento utilizó un tubo de diálisis para realizar la ósmosis entre una solución preparada de concentración conocida y dos soluciones dadas de concentración desconocida. Al hacer esto, encontramos las concentraciones desconocidas de las últimas soluciones. Después de permitir que ocurriera la ósmosis, medimos el cambio en la masa de las soluciones ahora que estaban en equilibrio. Conociendo la masa de soluto disuelto en el estándar, se estableció una proporción para determinar la masa de soluto en el desconocido (en el tubo de diálisis), porque solo el agua no podía penetrar las paredes del tubo. Usando esta masa e información sobre el cambio de masa de las dos soluciones durante la ósmosis (movimiento del agua), se calculó la concentración inicial de soluto de las soluciones desconocidas.

    Amasamos dos vasos de precipitados de 150 ml y registramos sus masas, luego creamos 100 g de sacarosa al 1% por solución estándar de masa en cada vaso de precipitados agregando 1 g de sacarosa y 99 g de agua y mezclando. Luego, acumulamos dos tramos de tubo de diálisis de aproximadamente 4 pulgadas de largo, registramos sus masas y luego los sumergimos en agua para facilitar su apertura más tarde.

    Después de que las dos piezas de tubo de diálisis se mojaron, las abrimos y atamos un extremo para formar una bolsa. En un tubo pusimos 10 ml de A desconocida y usamos una escala puesta a cero a la masa de un cilindro graduado para medir la masa y el volumen de la A desconocida. Repetimos este proceso para la B desconocida, obteniendo dos bolsas de diálisis con 10 ml de B desconocido. solución en cada uno. Luego, atamos los otros extremos del tubo, creando dos bolsas selladas que contienen las soluciones desconocidas.

    A continuación, colocamos una bolsa en cada vaso de precipitados, asegurándonos de mantenerlos etiquetados y separados, y esperamos a que la ósmosis llevara las soluciones al equilibrio. Debido a limitaciones de tiempo, solo pudimos dejar los tubos en los vasos de precipitados durante poco menos de diez minutos. Pasado este tiempo, retiramos las dos bolsas de diálisis y volvimos a amasar los vasos y la solución contenida en las bolsas. Después de eso, calculamos la masa de solución que queda en los vasos de precipitados restando la masa del vaso de precipitados de la masa total del vaso de precipitados y la solución después de la ósmosis.

    Con esta información, calculamos el cambio de masa para cada vaso de precipitados restando la masa de la solución final y la solución estándar inicial en el vaso de precipitados. Sabiendo que solo había 1 g de sacarosa en cada vaso, calculamos las concentraciones en el tubo y el vaso en equilibrio. A continuación, agregamos lo opuesto al cambio de masa del vaso de precipitados a la masa inicial de la solución en el tubo para determinar la masa final de la solución en el tubo de diálisis. Conociendo las masas de ambas soluciones y la masa de sacarosa en una, establecimos una proporción y calculamos la masa de sacarosa en el tubo de diálisis. Como el tubo es impermeable a la sacarosa, el valor obtenido fue la masa de sacarosa contenida en la solución inicial desconocida. Finalmente, usamos esta masa y la masa inicial de solución desconocida agregada para determinar las concentraciones iniciales de sacarosa para cada solución desconocida (A y B).

    Tabla 1. Esta tabla muestra las medidas iniciales de los materiales utilizados para la prueba. Es importante tener en cuenta que las medidas no son completamente exactas y que dos de cada elemento utilizado no siempre tienen la misma masa, por lo que es crucial medir cada objeto individualmente.

    Tabla 2 . La información de esta tabla es principalmente concluyente para nuestros resultados. La mayoría de los datos provienen de numerosos cálculos, pero la información básica se puede obtener en la sección de métodos.

    Masa de solución en el tubo de diálisis

    Porcentaje de masa de sacarosa en soluciones iniciales

    Encontramos que los porcentajes de masas de Desconocido A y Desconocido B fueron 1.09% y 1.06% respectivamente. Usamos proporciones entre nuestras soluciones conocidas preparadas y las soluciones desconocidas: 1 g de sacarosa / 99,37 g de agua = x g de sacarosa / 10,59 g de agua. Luego, resolvimos para x y encontramos la masa de sacarosa en solución, que era 0.107 g. Para encontrar el porcentaje de masa, tomamos la masa de sacarosa en solución 0.107 gy la dividimos por la masa de solución 10 g menos la masa de sacarosa 0.107 g. El resultado fue 1,09%. Después de hacer lo mismo con Unknown B, obtuvimos 1.06% de sacarosa para el porcentaje de masa inicial.

    Los resultados de nuestro grupo generalmente se ajustan a los principios básicos de la ósmosis y descubrimos que ambas soluciones eran hipertónicas para nuestra solución de control al 1%. Como resultado de que nuestras dos soluciones son hipertónicas con respecto a nuestra solución de control al 1%, podemos entender que sus concentraciones de soluto deben ser superiores al 1%. Además, se puede deducir que proporcionalmente, cuanto mayor sea el valor porcentual por encima del 1%, mayor será la masa de agua que debe moverse a través de la membrana semipermeable de la bolsa de diálisis para crear el equilibrio entre las dos concentraciones (hacer las dos concentraciones, dentro del tubo y de la solución estándar al 1% circundante en el vaso de precipitados, lo mismo). Dado que el tubo de diálisis solo es permeable al agua y no a la sacarosa, la definición de ósmosis predice que un mayor movimiento de agua a través del tubo de diálisis significa que inicialmente existía un mayor gradiente de concentración entre la solución estándar al 1% y las soluciones medidas o desconocidas ( A o B) que se probaron (Campbell 2005). Si nuestro estándar del 1% era correcto y la concentración de la solución A era originalmente mayor que la concentración de la solución B, entonces los resultados de nuestro laboratorio son correctos al mostrar que A tuvo un mayor movimiento de agua que tanto la solución estándar al 1% como la muestra B, lo que significa que la fórmula de concentración utilizada en la sección de resultados anterior se puede usar para calcular la concentración de la solución A. Los resultados apoyan esta proporción que resultó ser 1.09% de sacarosa en la solución A y 0.63 g de agua transferida y en la solución B, 1.06% concentración de sacarosa y 0,48 g de agua transferidos.

    En conclusión, nuestros resultados parecen realistas en relación con nuestro estándar de solución de solución de sacarosa al 1%. Nuestros resultados muestran que ambas soluciones desconocidas (A y B) eran hipertónicas a la solución estándar de sacarosa al 1% y que se transfirió una mayor masa de agua para crear equilibrio en ambas soluciones desconocidas que en la solución estándar de sacarosa al 1%. Para ayudar a mejorar este experimento en el futuro, sería beneficioso tener una o más soluciones de ciertas concentraciones conocidas de sacarosa para probar contra el estándar, en lugar de probar directamente la solución A y B directamente contra el estándar. Quizás una solución al 0.5%, 0.8% y 1.2% podría probarse contra el estándar del 1% para verificar el estándar y producir una base más concreta y confiable para la comparación de las soluciones desconocidas A y B. Desafortunadamente, sin estos controles adicionales Es un poco más difícil diagnosticar problemas con este laboratorio. Sin embargo, hubo muchos puntos en el laboratorio que podrían haber dado lugar a resultados inexactos. Se podría haber formado un problema si no limpiamos bien la balanza antes de ponerla a cero o si fuéramos menos precisos en cómo se creó la solución estándar y resultó no ser exactamente igual al 1%. Además, nuestros resultados finales abordaron las diferencias en la masa de agua y la concentración porcentual de sacarosa que eran precisas hasta la centésima marca, lo que hace que incluso el error más pequeño sea significativo en nuestra interpretación final de los resultados. These minute differences could have been exaggerated better if we had more than 10 minutes for the dialysis tubing to sit in the beakers allowing osmosis to occur and more care was given in making sure the dialysis tubes dried out completely before they were massed by the electronic balance. Also, if any of the solute of the standard solution or any of the other solutions spilled during any part of the lab, our group’s results would be negatively affected. A final possibility is that if we inaccurately solved any of the concentration equations or other calculations, our results could have suffered. However, generally speaking, our results in this lab demonstrated the expected principle of osmosis and we could deduce distinct concentrations of the unknown solutions from this data making the lab a successful one even if our results showed concentrations that were a little off from the exact concentrations of the unknown solutions.
    Literature Cited

    Allaby, M. (2007). Osmosis. Encyclopedia of Weather and Climate, Revised Edition. Retrieved February 16, 2009, from Facts On File database.

    Campbell, Neil and Reece, Jane. Biology 7 th Edition. San Francisco: Pearson Education, Inc, 2005.


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