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¿Por qué la glicerol quinasa está ausente en los adipocitos pero está presente en el hígado?

¿Por qué la glicerol quinasa está ausente en los adipocitos pero está presente en el hígado?


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¿Por qué los adipocitos no tienen la enzima glicerol quinasa? ¿No sería más eficaz para ellos utilizar el glicerol presente para sintetizar triglicéridos que obtenerlo del hígado? Entonces, ¿cuál es la ventaja de su ausencia?


La respuesta corta a esta pregunta se encuentra en el artículo de Wikipedia sobre glicerol quinasa:

Los adipocitos carecen de glicerol quinasa, por lo que no pueden metabolizar el glicerol producido durante la degradación del triacilglicerol. En cambio, este glicerol se transporta al hígado a través de la sangre donde es: fosforilado por la glicerol quinasa a glicerol fosfato y / o convertido en dihidroxiacetona fosfato que puede participar en [glucólisis o] gluconeogénesis.

[Mi falta de énfasis en la glucólisis]

Para comprender esto, es necesario considerar las diferentes funciones del hígado y el tejido adiposo y cómo deben responder al estado de alimentación y ayuno. Entonces se puede apreciar que las diferencias en el complemento enzimático son una de las formas en que esto se logra. (El otro son sus respuestas diferenciales a las hormonas).

El papel del tejido adiposo consiste en almacenar grasa (triglicéridos) en estado de alimentación y ponerla a disposición de los demás tejidos del cuerpo en estado de ayuno.

El papel del hígado consiste en desviar el metabolismo hacia la síntesis de grasa en estado de alimentación (en la etapa apropiada) y asegurar que haya un suministro de glucosa en ayunas para los tejidos que dependen de ella (cerebro, eritrocitos) o un suministro de cetona cuerpos para el cerebro.

Los sustratos para la síntesis de triglicéridos son L-glicerol fosfato y ácidos grasos. Hay dos enzimas que pueden catalizar su producción, la gliceroquinasa (glicerol quinasa) en el hígado y la glicerol 3-fosfato deshidrogenasa tanto en el hígado como en el tejido adiposo, como se muestra en mi diagrama a continuación:

Estado de la Fed

los hígado tiene exceso de glucosa, por lo que puede cambiar a la producción de ácidos grasos a partir de acetil CoA (de piruvato) y generar L-glicerol fosfato a partir del intermedio dihidroxiacetona fosfato de la glucólisis, catalizado por la glicerol 3-P deshidrogenasa. Esto permite la síntesis de triglicéridos, que se exportan como lipoproteínas.

Cuando el triglicérido alcanza el tejido adiposo la lipasa sensible a hormonas la descompone en ácidos grasos y glicerol. El glicerol no puede ser utilizado por el tejido adiposo, pero el tejido adiposo puede sintetizar el propio L-glicerol fosfato de la misma manera que el hígado, ya que hay glucosa disponible para la glucólisis en el tejido adiposo. Por tanto, el triglicérido puede resintetizarse y almacenarse.

Estado de ayuno

La hormona del hambre, el glucagón, inicia la descomposición de los triglicéridos en el tejido adiposo. Como ya se ha dicho, el glicerol producido no se puede utilizar para sintetizar L-glicerol fosfato ya que el tejido carece de fosfoglicerato quinasa. En caso de inanición, se evita hormonalmente la absorción de glucosa, de modo que no hay glucosa para la glucólisis y, por tanto, no hay fosfato de hidroxiacetona como fuente de fosfato de L-glicerol. Por lo tanto, los ácidos grasos no se pueden reesterificar y se liberan a la sangre para otros tejidos, es decir, la respuesta del tejido adiposo a la inanición es la que se requiere.

El glicerol se difunde al hígado donde se pueden convertirse en L-glicerol fosfato debido a la presencia de glicerol quinasa. ¿Cuál es el destino de esto? No se convierte en triglicéridos, se convierte en fosfato de dihidroxiacetona por el proceso inverso de la reacción que se muestra. Este es no glicolizado, pero convertido en glucosa por gluconeogénesis, cuyas enzimas están presentes en el hígado. La glucosa se libera en la sangre donde puede ser utilizada por el cerebro, es decir, la respuesta del hígado a la inanición es la que se requiere.

Referencias

Esta respuesta se basa en conferencias que di a estudiantes universitarios hace algunos años, que se obtuvieron de diversas fuentes. El problema es que la mayoría de los textos bioquímicos tienden a ser independientes de los organismos y cualquier discusión sobre los tejidos de los mamíferos tiende a ser limitada. Por lo tanto, no encuentro mucho útil para referirme en Berg et al. en línea, excepto por el apoyo en la sección 16.3 para mi afirmación de que el glicerol que regresa al hígado durante la inanición se usa para la gluconeogénesis. Actualizaré esto más tarde si encuentro algo más útil.


Fronteras en endocrinología

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Metabolismo de lípidos BCHM270-M5

Debido a que no son solubles en agua, el cuerpo compartimentará estas moléculas y las usará para construir membranas en el cuerpo y la célula.

Para poder transportar lípidos por todo el cuerpo, existen proteínas especializadas que el cuerpo utiliza como transportadores, como las lipoproteínas y la albúmina.

Los lípidos son muy densos en energía y sirven como fuente de energía que se almacena fácilmente en los adipocitos en forma de grasa.

Los lípidos también permiten el almacenamiento y liberación de vitaminas liposolubles, así como la estructura de las prostaglandinas, mientras que el colesterol sirve como punto de partida para las hormonas esteroides.

Los lípidos son esenciales para la homeostasis.

En p H fisiológico, el grupo carboxilo está ionizado y es -C O O-.

Esto hace que el extremo carboxílico sea hidrófilo y la molécula anfipática.

Cuando se ioniza, el nombre del ácido graso termina en -ato, por lo que en el ejemplo presentado, el ácido aracídico sería araquidato.

Cuando se introduce un doble enlace, ahora está `` insaturado ''.

La adición de dobles enlaces reduce el punto de fusión, mientras que el alargamiento de las cadenas de carbono lo aumenta.

2) trans.
o Por el contrario, los dobles enlaces trans están en lados opuestos del esqueleto de carbono y el ácido graso permanece recto.

La mayoría de los ácidos grasos insaturados son grasas cis, en lugar de trans.

Las grasas trans se encuentran en ácidos grasos parcialmente hidrogenados y ahora se evitan debido al impacto negativo en la salud cardiovascular.

Con los ácidos grasos cis, existen diferentes niveles de torceduras debido a la adición de múltiples dobles enlaces.

El carbono carboxilo es C1, C2 es el carbono α, C3 = carbono β, C4 = carbono γ, C5 = carbono δ, etc.

El carbono del grupo metilo terminal es siempre el carbono omega- (ω-).
• El ejemplo de la figura es ácido estearidónico, un ω-3 F A, lo que significa que el doble enlace más cercano al extremo ω se encuentra a 3 carbonos de ese extremo.

Hay 18 carbonos y 4 dobles enlaces, por lo que es 20: 4 todos cis-Δ5, Δ8, Δ11, Δ14.

El primer número de este nombre es el número de carbonos, el segundo número es el número de dobles enlaces y los números entre paréntesis indican las ubicaciones de los dobles enlaces contados a partir del carbono α.

Para este curso, usaremos el sistema de numeración de carbono carboxilo y la nomenclatura del número de lípidos Δx.

Por lo tanto, debemos obtener estos ácidos grasos de nuestra dieta.

Conozca estos ácidos grasos esenciales:

1) ácido linoleico
• El ácido linoleico, 18: 2 todo cis-Δ9, Δ12, un ω-6 F A, es el precursor del ácido araquidónico, el sustrato para la síntesis de prostaglandinas.
• El ácido araquidónico se convierte en un F A esencial si el ácido linoleico es deficiente en la dieta.

Esta es solo una breve lista.

Algunos datos interesantes sobre los ácidos grasos comunes:
1) Los AG en los seres humanos normalmente tienen un número par de átomos de carbono.
2) C16 y C18 F As son los tipos predominantes de ácidos grasos en los seres humanos.
3) F más cortas Las concentraciones de 4 y 10 carbonos se encuentran en concentraciones más altas en la leche.

Los T A G también se conocen como:
• Triglicéridos.
• "Grasas" si son sólidas a temperatura ambiente.
• "Aceites" si son líquidos a temperatura ambiente.

Los TAG son la principal reserva de energía de los seres humanos.

Se almacenan en adipocitos (células grasas) como gotas de aceite como fuente de energía cuando están en ayunas.

Esto ayuda a diferenciar el interior y el exterior de las diferentes membranas de la célula.

Estos se han convertido en productos que contienen oxígeno.

Los eicosanoides son potentes moléculas de señalización que tienen diversas funciones fisiológicas que incluyen inflamación, alergia, fiebre, respuesta inmune, percepción del dolor, crecimiento celular y regulación de la presión arterial, entre otras.

Existen múltiples subfamilias de eicosanoides, que incluyen prostaglandinas, tromboxanos, leucotrienos, lipoxinas, resolvinas y eoxinas.

Los esteroles son un grupo de compuestos relacionados estructuralmente que tienen una estructura de cuatro anillos con un grupo hidroxilo.

El colesterol realiza funciones esenciales en los seres humanos, que incluyen:
• Se utiliza en las membranas celulares para ayudar a mantener la fluidez de la membrana.
• Actúa como precursor de ácidos biliares, hormonas esteroides y vitamina D.
• A diferencia de otros lípidos, el colesterol no se utiliza como fuente de energía.

El colesterol tiene una estructura única de cuatro anillos y es altamente hidrófobo.

La mayor parte del colesterol plasmático está esterificado con un ácido graso y es aún más hidrófobo.

Hay tres clases principales de hormonas esteroides:
1) Glucocorticoides (por ejemplo, cortisol)
2) Mineralocorticoides (por ejemplo, aldosterona)
3) Hormonas sexuales (por ejemplo, testosterona, estrógeno y progesterona).

Colesterol
- Precursor de la vitamina B

Triacilglicéridos
- Almacenamiento de energía en la celda.

Acidos grasos esenciales
- Ácidos grasos sin dobles enlaces de carbono

Ácidos grasos saturados
- No fabricado en el cuerpo, proporciona dobles enlaces ω-6 y ω-3.

La digestión de estos lípidos comienza en la boca, a través del estómago, el intestino delgado e involucra órganos adicionales como el páncreas, la vesícula biliar y el hígado, y la absorción ocurre en el intestino delgado.

Un adulto promedio consume

La mayoría de los lípidos consumidos se encuentran en forma de triacilglicerol (T A G).

El 10% restante consumido es una combinación de colesterol, ésteres de colesterol (C E), Fosfolípidos (P L) y ácidos grasos libres (F F A s).

Aquí es también donde comienzan a actuar las lipasas linguales y gástricas.
• Las lipasas se liberan de las glándulas detrás de la lengua (lipasa lingual) y las células de la mucosa que recubren el estómago (lipasa gástrica).
• Estas enzimas estables a los ácidos degradan los T A G para generar un diglicérido y un ácido graso libre.
• Las lipasas linguales y gástricas son importantes para la digestión de lípidos en bebés donde la grasa de la leche es la principal fuente de energía.

Repase los procesos intestinales en la digestión de los lípidos de la dieta.
1) Emulsificación de lípidos dietéticos (intestino delgado)
2) Absorción de lípidos
3) Resíntesis de triacilgliceroles y ésteres de colesterol por enterocitos
4) Montaje y liberación de quilomicrones

Una emulsión es una mezcla de dos líquidos que no se mezclan normalmente.

Uno se encuentra disperso en forma de glóbulos muy pequeños (fase interna) por el otro (fase externa).

Las sales biliares se liberan de la vesícula biliar al intestino delgado después de la ingestión de una comida grasosa.

La emulsificación ayuda a que las enzimas digestivas funcionen eficazmente mediante dos mecanismos:
• Sales biliares (el emulsionante es un detergente)
• Peristalsis (mezcla mecánica)

Estas enzimas se liberan en el intestino delgado en respuesta a las hormonas.

La hormona colecitoquinina (C C K) es producida por células en el intestino delgado en respuesta a los lípidos y proteínas que ingresan a la parte superior del intestino delgado.

C C K inhibe la motilidad gástrica y promueve la liberación de enzimas digestivas del páncreas y la bilis de la vesícula biliar.

Otra hormona, la secretina, se libera en respuesta a una p h baja en el intestino delgado.

La secretina estimula la liberación de bicarbonato del páncreas.

Estos productos ahora pueden formar micelas.

Las micelas recién formadas pueden ser absorbidas por las células epiteliales intestinales (enterocitos).

Absorción de monoacilgliceroles y ácidos grasos
¥ Los enterocitos absorben los ácidos grasos libres y los monoacilgliceroles junto con el colesterol y otros lípidos.

Ensamblaje de quilomicrones
¥ Los ácidos grasos libres y los monoacilgliceroles se vuelven a ensamblar en triacilgliceroles.
¥ Los ésteres de colesterol y T A G recién sintetizados están empaquetados con apolipoproteína B-48, así como con colesterol y otros lípidos.

El glicerol liberado de T A G eventualmente será absorbido y entrará en la glucólisis o gluconeogénesis.

Otros componentes de quilomicrones circularán a los tejidos.

Este exceso de lípidos incluye las vitaminas A, D, E y K solubles en grasa y los ácidos grasos esenciales.

Esto puede provocar deficiencias nutricionales, ya que se excretan en lugar de absorberse.

Esta condición puede ser causada por alteraciones en la digestión y / o absorción de lípidos.

Los síntomas incluyen piel con sabor salado, crecimiento deficiente y mala absorción de alimentos.

En C F, el cuerpo tiene dos copias defectuosas del gen regulador de la conductancia transmembrana de la fibrosis quística (C F T R).

C F T R es un canal de iones de cloruro en la membrana plasmática que es importante para la formación de sudor, jugos digestivos y moco.
Normalmente se encuentra en la membrana externa de las glándulas exocrinas.

Cuando C F T R no está funcionando, conduce a una acumulación de mucosidad espesa y pegajosa y otras secreciones.

Sin embargo, también daña el páncreas debido a las secreciones espesas que obstruyen los conductos pancreáticos, lo que impide que las enzimas digestivas clave lleguen al intestino delgado.

Esto evita que los ácidos grasos se absorban correctamente, incluidas las vitaminas liposolubles.

2) La peristalsis y las sales biliares emulsionan los lípidos en micelas.

3) Las lipasas pancreáticas convierten los T A G en F F A y las monoacilglicerol y las colesteril esterasas convierten los colesteroles en ésteres para su absorción en el intestino delgado.

4) Los enterocitos absorben lípidos como los F F A y los ésteres de colesterol.

5) Los quilomicrones se ensamblan en los enterocitos.

Conozca los componentes de la degradación de los ácidos grasos:
• Acil graso-C o A a acil carnitina grasa
o La enzima lanzadera de carnitina carnitina palmitoiltransferasa I es inhibida por malonil-C o A.
• Triaciglicerol a ácidos grasos
o En los adipocitos, la enzima lipasa sensible a hormonas es activada por la epinefrina (niveles bajos de glucosa) e inactivada por la insulina (niveles altos de glucosa).

Las hormonas epinefrina y glucagón desencadenan la movilización de los T A G almacenados a través de la generación de c A M P a través del receptor que activa la adenilato ciclasa.

Por el contrario, la unión a la insulina evita la interacción del receptor con la adenilato ciclasa.

La lipasa sensible a hormonas y otra lipasa eliminan un ácido graso de T A G como reacción de hidrólisis con agua.
• Activado por epinefrina y glucagón (nivel bajo de glucosa).
o Este proceso de activación utiliza A T P: uno en el receptor para producir c A M P y otro para activar la lipasa a través de la fosforilación.
o Sin embargo, esto no se cuenta en el total de energía para la degradación de ácidos grasos.

Los adipocitos carecen de glicerol quinasa, que se requiere en la síntesis de T A G.

El glicerol se convierte en fosfato de glicerol por la glicerol quinasa en el hígado y puede reutilizarse para volver a sintetizar T A G.

El glicerol también se puede usar como sustrato para la glucólisis para formar piruvato como fuente de energía, o en la gluconeogénesis para formar glucógeno.

Los AG liberados por el adipocito se transportan a los tejidos periféricos mediante el uso de la proteína plasmática albúmina para llegar a los tejidos donde se requieren como fuente de energía.

1) Los ácidos grasos se activan a acil-C o A graso por la sintetasa de Acil-Co A utilizando A T P que se convierte en A M P + 2 P i en el citoplasma. Estos son dos equivalentes A T P. Este ácido graso activado todavía necesita ingresar a una mitocondria.

2) En preparación, un grupo acilo se transfiere a carnitina (un portador especializado que transporta el grupo acilo de cadena larga) por la enzima lanzadera de carnitina carnitina aciltransferasa I. La lanzadera de carnitina ahora puede transportar F As desde el citosol a la mitocondria. Translocasa de acil carnitina.

3) Durante la síntesis de FA (Sección 04), para evitar que el FA sea transportado inmediatamente desde el citosol de vuelta a la mitocondria para la activación de FA, la malonil-C o A inhibe la carnitina aciltransferasa I.La malonil-Co A es el sustrato de los ácidos grasos. síntesis (discutido en la Sección 04)

Es importante tener en cuenta que la β-oxidación y la síntesis de ácidos grasos no son reversibles.
• Se eliminan sucesivamente dos fragmentos de carbono del extremo carboxilo del acil-Co A graso.

Los productos de alta energía son acetil-C o A, N A D H y F A D H 2.
• Los pasos se repiten para F A s saturados con cadenas de carbono pares (n / 2) -1 veces.

1 Acetil-Co A produce:
- 1 ATP = 1 ATP
- 3 NADH X 3 = 9 ATP
- 1 FADH2 X 2 = 2 ATP

El A T P producido es:
• 7 moléculas de FADH2, 2 ATP x7 = 14
• 7 moléculas de NADH, 3 ATP x 7 = 21
• 8 moléculas de acetil-CoA, 12 ATP x 8 = 96
• TOTAL = 131 moléculas de A T P

El ácido palmítico debe convertirse primero en palmitoil-C o A antes de que pueda comenzar la β-oxidación. Esta reacción requiere 2 equivalentes de A T P.

También se requirió energía para activar el ácido graso a acil graso-Co A.

Oxidación de ácidos grasos de cadena impar

Oxidación de ácidos grasos insaturados

Por ejemplo, la enzima 3,2-enoil-C o A isomerasa se usa para convertir el derivado 3-c I s en el derivado 2-trans.

El uso de esta enzima es un paso adicional en el proceso de oxidación y reduce el rendimiento energético total.

El F A D H2 producido se oxida y produce H 2 O2 (peróxido de hidrógeno).

Los T A G son la principal reserva de energía del ser humano y son reservas concentradas porque son muy reducidas y anhidras.

Comparemos el rendimiento energético de la oxidación completa de F As con un carbohidrato o una proteína.
• El rendimiento energético de la oxidación completa de F A s a C O 2 y H2 O es de 9 k cal / g.
• El rendimiento energético de la oxidación completa de carbohidratos o proteínas a C O 2 y H2 O es 4 kcal / g, que es menos de la mitad de la energía de F A s en peso.

Por lo tanto, la oxidación de F A s es una vía catabólica más eficiente que proporciona energía al cuerpo.

Muy reducido: tiene el número máximo de electrones para la química de oxidación-reducción.

Los ácidos grasos se crean a través de este proceso de novo, donde el producto final es palmitato (16: 0).

Los ácidos grasos más cortos se generan dejando la vía sintética antes en el proceso.

La translocación del citrato al citosol solo ocurre cuando hay niveles altos de citrato mitocondrial.

La acetil-C o A carboxilasa convierte la acetil-C o A en malonil-C o A, y es el paso limitante de la velocidad.
La acetil-C o A carboxilasa está regulada por:
• Control alostérico: el citrato activa la enzima acil graso de cadena larga-C oA inactiva la enzima.
• Control hormonal: la insulina activa la enzima epinefrina o el glucagón inactiva la enzima.

El acetil-C o A se produce mediante la oxidación del piruvato y la descomposición de los F A, los cuerpos cetónicos y los aminoácidos.

Sin embargo, la síntesis de F A ocurre en el citosol y requiere acetil-Co A, por lo que la célula necesita un portador para transportar el grupo acetilo fuera de las mitocondrias.

El acetil-C o A se convierte primero en citrato en la mitocondria por la citrato sintasa.

El citrato puede luego cruzar la membrana mitocondrial hacia el citoplasma.

La acetil-Co A carboxilasa es un ejemplo de una enzima que requiere una coenzima para su actividad.

La vitamina biotina se une covalentemente a esta enzima.

ALOSTERICO
El control alostérico se lleva a cabo mediante la unión en un sitio fuera del sitio activo de la enzima.
Los dímeros inactivos de acetil-C o A carboxilasa deben ensamblarse en polímeros activos.

La acetil-C o A carboxilasa está regulada alostéricamente por:
1) Citrato, que se activa para crear un polímero activo de acetil-C o A carboxilasa
2) Acil-C o A graso de cadena larga, que se inactiva devolviendo la acetil-C o A carboxilasa al dímero inactivo

Hormonal
La acetil-C o A carboxilasa está regulada hormonalmente por su estado de fosforilación.

Esta enzima sintetiza F As a partir de sustratos acetil-C o A y malonil-C o A.

Hará un ciclo hasta que se produzca palmitato (16: 0).

Después del ciclo inicial, se agrega nuevo malonil-C o A al F A en crecimiento, en el extremo opuesto a los carbonos acetil-C o A iniciales, que se convierte en el extremo omega (ω) del ácido graso completo.

Cada complejo de ácido graso sintasa tiene siete reacciones enzimáticas diferentes por cada unidad de 2 carbonos que se agrega a la cadena FA en crecimiento.

Esta síntesis requiere N A D P H para la síntesis reductora de AG.

Cada ciclo usa 2 N A D P H y libera 1 C O 2 y 1 H 2 O.

Las siete reacciones son: acetilación, transferencia de acilo, carboxilación, descarboxilación, dos reducciones y deshidratación.

El tiol terminal (-S H) de la 4 'fosfopanteteína transporta las unidades acilo utilizadas durante la síntesis de ácidos grasos.

Todos los carbonos (excepto los dos iniciales de acetil-C o A) son de malonil-C o A. Los dos iniciales están en el extremo metil omega (ω) del ácido graso.

Revise las principales fuentes de N A D P H y acetil-C o A para la síntesis de ácidos grasos y cómo está involucrado el metabolismo de la glucosa.

1) La vía de las pentosas fosfato es la principal fuente de N A D P H en la célula.

2) La glucólisis proporciona piruvato, que se convierte en las mitocondrias en citrato en el ciclo T C A.

3) El citrato se transporta fuera de las mitocondrias y se convierte en acetil-C o A y oxaloacetato (O A A).

4) Este O A A se convierte en malato, y luego el malato se convierte en piruvato y produce N A D P H. adicional.

El cerebro puede producir V L C F A partir de 24 carbonos, necesarios para la producción de mielina.

Las oxidasas de función mixta en el retículo endoplásmico desaturan F A mediante la adición de dobles enlaces cis.

La enzima acil-C o A sintasa convierte el ácido graso en acil graso-C o A utilizando A T P como fuente de energía.

El fosfato de glicerol es el 'aceptor' para la unión de F A s.

Revise las dos vías para la producción de fosfato de glicerol :.

En hígado y tejido adiposo:
• glucosa → glicerol 3-fosfato (de la glucólisis)

Solo en hígado:
• glicerol → glicerol 3-fosfato (por enzima, glicerol quinasa)

Ocurre principalmente en el hígado y en las glándulas mamarias lactantes de los seres humanos.

Una pequeña cantidad de F A también se sintetiza en el tejido adiposo.

Una gran proporción de F A proviene de la dieta.

Los carbohidratos y las proteínas de la dieta se pueden convertir en F As que luego se almacenan como triacilgliceroles (T A G).

Como veremos en esta sección, la síntesis de FA incorpora dos carbonos de acetil-C o A en la cadena F A en crecimiento usando A T P y N A D P H.

Mayor flujo a través de la vía

Síntesis: después de una comida rica en carbohidratos

Estado hormonal que favorece la vía

Síntesis: baja relación insulina / glucagón

Síntesis: principalmente hígado

Síntesis: principalmente citosol

Portadores de grupos acilo / acetilo entre las mitocondrias y el citosol

Síntesis: Carnitina (del citosol a las mitocondrias)

Síntesis: Acetil-Co A Producto de la β-oxidación

Síntesis: acilo graso de cadena larga C o A (inhibe la acetil-C o A carboxilasa)

Tienen una estructura única y fluctúan con los estados de ayuno y alimentación.

En esta sección se investigarán las ventajas y desventajas de los cuerpos cetónicos como fuente de combustible.

Acetil-C o A a H M G Co A

La enzima que limita la velocidad de síntesis de cetonas es la sintasa H M G-Co A mitocondrial específica del hígado.

Los tres cuerpos cetónicos son acetona, que es un producto secundario que no se puede metabolizar, ácido acetoacético y 3-hidroxibutirato.

Estos pueden luego ser convertidos por los tejidos periféricos nuevamente en acetil-C o A.

La reacción final ocurre espontáneamente para formar acetona y dióxido de carbono.

En condiciones de ayuno, los niveles bajos de insulina y glucagón estimulan la producción de más acetil-C o A, el sustrato para la síntesis de cuerpos cetónicos.

La síntesis de cuerpos cetónicos ocurre en el estado normal de "alimentación" y es más pronunciada en el estado de "ayuno" (o en la diabetes no controlada).

La desventaja de los cuerpos cetónicos es que son ácidos, lo que altera el pH normal de la sangre.

Esto puede provocar acidosis metabólica y eventualmente la muerte si los niveles aumentan a cantidades suficientemente altas.

Los tejidos extrahepáticos utilizan acetoacetato y 3-hidroxibutirato para proporcionar energía.

En ausencia de insulina, las grasas se liberan y las células no pueden absorber la glucosa.
Como resultado, el hígado produce en exceso cuerpos cetónicos.

Estos cuerpos cetónicos son ácidos, lo que provoca una acidosis metabólica grave, también conocida como cetoacidosis.
• Los niveles sanguíneos de cuerpos cetónicos aumentan hasta 90 m g / d L en comparación con menos de 3 m g / d L en condiciones normales.
• Los niveles altos de acetona producen un olor afrutado en el aliento.
• La excreción de glucosa y cuerpos cetónicos en la orina provoca la deshidratación del cuerpo.
• Los cuerpos cetónicos ácidos reducen la p H en sangre, lo que resulta en coma y muerte si no se trata.

La cetosis diabética ocurre cuando no hay insulina presente.

Las grasas se liberan del tejido adiposo y la glucosa no se puede absorber.

El hígado degrada los ácidos grasos por β-oxidación pero no puede procesar el acetil C o A debido a la falta de oxaloacetato (O A A), lo que ralentiza el C A C (ciclo del ácido cítrico).

El colesterol es sintetizado por numerosos órganos del cuerpo.

Acetoacetil- C o A a 3-hidroxi-3-metilglutaril C o A (H M G C o A)

H M G-C o A sintasa mitocondrial hepática conduce a la síntesis de cuerpos cetónicos, mientras que H M G-C o A sintasa citosólica genera H M G para la síntesis de colesterol.

3-hidroxi-3-metiglutaril C o A al colesterol
La insulina conduce a la activación de H M G-C o A reductasa.

El glucagón conduce a la inhibición.

Las estatinas son análogos estructurales de H M G-C o A y son inhibidores competitivos de H M G-C o A reductasa.

H M G-C o La expresión del gen de la reductasa está controlada por la proteína de unión del elemento regulador de esterol (S R E B P).

Es inhibido por niveles altos de colesterol y activado por colesterol bajo.

2 Acetil-C o A a Acetil-C o A y Acetil-C o A a 3-Hidroxi-3-metilglutaril C o A (H M G Co A)


Discusión

El principal hallazgo de este estudio fue que la deficiencia del canal de glicerol adiposo AQP7 se asoció con la obesidad. A nivel celular, la alteración del AQP7 adiposo aumentó el contenido de glicerol intracelular, aumentó la actividad enzimática de Gyk adiposo y resultó en la acumulación de triglicéridos en los adipocitos (Fig.6GRAMO ). No hubo diferencias significativas en los niveles de ARNm de varias moléculas en el tejido adiposo relacionadas con la lipólisis, lipogénesis y termogénesis entre ratones WT y KO a las 10 semanas de edad. Confirmamos que los cambios anteriores no se debieron a diferencias en O2 consumo o temperatura central antes del desarrollo de obesidad en ratones KO.

La glicerol quinasa (ATP: glicerol-3-fosfotransferasa) está codificada en el cromosoma X y la deficiencia de glicerol quinasa en humanos ocurre como una deficiencia enzimática aislada o como parte de un síndrome de deleción de genes contiguos en asociación variable con distrofia muscular de Duchenne y / o hipoplasia suprarrenal congénita . La deficiencia aislada de glicerol quinasa tiene un fenotipo inconstante, que va desde la hiperglicerolemia asintomática hasta un trastorno metabólico severo con crecimiento y retraso psicomotor (24-27). Gyk es una enzima clave que cataliza la fosforilación de glicerol a glicerol-3-P. Especialmente en el hígado en ayunas, Gyk mejora la conversión del glicerol incorporado en glicerol-3-P para la gluconeogénesis en paralelo con la regulación positiva de la fosfoenolpiruvato carboxiquinasa. Recientemente, Deutscher y colaboradores (28) analizaron la estructura cristalina de Gyk en bacterias Gram-positivas Enterococcus casseliflavus y determinó el sitio de fosforilación, lo que resultó en un aumento de 10 a 15 veces de la actividad enzimática de Gyk. También demostraron la hendidura catalítica de Gyk, en la que se unen glicerol y ATP. Sus resultados indican que la actividad enzimática de Gyk es inducida por el propio glicerol. En este estudio, encontramos una disminución significativa de la actividad enzimática Gyk hepática en ratones KO en ayunas de 12 horas a las 10 semanas de edad (WT, 369.24 ± 12.43 KO, 267.54 ± 19.97 nmol · h -1 por mg de proteína, norte = 5-6, PAG & lt 0,01) en asociación con una reducción significativa del glicerol plasmático en ratones KO que en ratones WT. Sin embargo, el papel de Gyk adiposo no se ha dilucidado, porque el nivel de expresión de Gyk en WAT es más bajo que en otros tejidos. Lazar y colaboradores demostraron que las tiazolidiniones aumentaron notablemente el nivel de ARNm de Gyk en los adipocitos, lo que resultó en la acumulación de triglicéridos a través del aumento de la conversión de glicerol en glicerol-3-P (21). Demostraron que la captación de ácido oleico y la síntesis de triglicéridos aumentaron significativamente en los adipocitos transfectados con adenovirus que expresan Gyk. Nuestros resultados están de acuerdo con los de los estudios anteriores. Nuestros datos mostraron que la acumulación intracelular de glicerol en Aqp7Los adipocitos -KO y -knockdown aumentaron la actividad enzimática de Gyk, lo que resultó en un aumento de la absorción de ácidos grasos y la acumulación de triglicéridos. Se necesitan más estudios para investigar el papel de Gyk en los adipocitos mediante el uso de ratones Gyk-transgénicos y / o -KO específicos de tejido adiposo.

Anteriormente informamos de un caso de mutación con pérdida de función en el gen AQP7 (Gly-264 a Val) (29). El aumento de glicerol plasmático en respuesta al ejercicio se vio afectado en el sujeto con la mutación homocigótica G264V, pero el sujeto no era obeso ni diabético. No pudimos concluir que la mutación funcional AQP7 en humanos esté asociada con obesidad o diabetes, porque nuestro sujeto identificado con la mutación homocigótica G264V fue solo un caso. En el futuro se deben realizar más análisis del gen AQP7 humano y / o la frecuencia de la mutación de AQP7 en sujetos obesos.

Recientemente, Verkman y colaboradores (30) informaron la presencia de grandes adipoctyes en Aqp7 KO ratones. Demostraron que la longitud de los ratones KO se redujo en comparación con los ratones WT, pero el peso corporal de los ratones KO era similar al de los ratones WT a las 16 semanas de edad. También medimos la longitud desde la nariz hasta el ano de ratones WT y KO a varias edades, sin embargo, no hubo diferencia en la longitud de estos ratones (WT, 9.11 ± 0.17 cm KO, 9.01 ± 0.05 cm a las 8 semanas de edad, norte = 10 WT, 9,95 ± 0,05 cm KO, 9,90 ± 0,06 cm a las 14 semanas de edad, norte = 13 y WT, 10.42 ± 0.05 cm KO, 10.40 ± 0.05 cm a las 20 semanas de edad, norte = 8). Ellos analizaron Aqp7 ratones nulos retrocruzaron con antecedentes genéticos CD1, mientras que nosotros cruzamos Aqp7 KO ratones en ratones C57BL / 6N. Especulamos que los diferentes fenotipos de nuestros ratones KO y sus ratones KO dependen del trasfondo genético. Nuestros datos anteriores y actuales concuerdan con sus datos con respecto a la similitud de la actividad lipolítica y el deterioro de la permeabilidad del glicerol en WAT de ratones WT y KO. Además, nuestro estudio actual demostró claramente que la deficiencia de AQP7 aumenta la actividad enzimática del tejido adiposo Gyk. en vivo y in vitro, provocando obesidad y resistencia a la insulina.

En resumen, Aqp7 Los ratones KO exhibieron obesidad de inicio en la edad adulta e inducida por la dieta asociada con una resistencia a la insulina severa. La alteración de la AQP7 adiposa se asocia con una actividad enzimática de glicerol quinasa elevada a través de un aumento de glicerol intracelular, una mayor captación de ácidos grasos y una aceleración de la síntesis de triglicéridos.


Papel de las acuagliceroporinas en el hígado

Condiciones fisiológicas

Funciones de las acuagliceroporinas en el metabolismo del glicerol hepático y la homeostasis metabólica

El glicerol es un metabolito intermedio de relevancia fisiológica en el metabolismo energético. De hecho, el glicerol es una fuente directa de glicerol-3-fosfato (G3P), un sustrato importante para la gluconeogénesis hepática durante el ayuno y para la síntesis de TAG (Brisson et al., 2001 Reshef et al., 2003). El glicerol puede derivar de G3P (Mugabo et al., 2016), producido por el uso de glucosa a través de la glucólisis, o la conversión de piruvato, lactato y alanina a través de la gluconeogénesis. El hígado juega un papel central en el metabolismo del glicerol, debido a su contribución principal (70 & # x201390%) al metabolismo del glicerol en todo el cuerpo (Reshef et al., 2003). En diferentes grados y con diferentes distribuciones celulares, el hígado expresa las cuatro acuagliceroporinas, siendo AQP9, con mucho, la más expresada.

En roedores y humanos, AQP9 se expresa en el dominio sinusoidal de la membrana plasmática de los hepatocitos, frente al espacio de Disse (Elkjaer et al., 2000 Carbrey et al., 2003 Lindskog et al., 2016). En humanos, la expresión de AQP9 es mayor en los hepatocitos, en comparación con los otros pocos tejidos en los que se encuentra (Lindskog et al., 2016). In both rodents and human, AQP9 represents the major pathway for glycerol import from portal blood to hepatocytes (Jelen et al., 2011 Calamita et al., 2012). The membrane permeation represents the rate limiting step in glycerol use by the liver (Li and Lin, 1983). Once into the hepatocyte, glycerol is promptly converted into G3P by GK. In short term fasting, G3P is particularly important as a substrate for de novo synthesis of glucose (gluconeogenesis) (Brisson et al., 2001 Jelen et al., 2011 Calamita et al., 2012 Calamita et al., 2015 Bernardino et al., 2016). In rodents, liver Aqp9 is transcriptionally downregulated by insulin (Kuriyama et al., 2002), explaining why streptozotocin-induced type 1 diabetes in rodents (Carbrey et al., 2003) and insulin resistance in human (Rodríguez et al., 2014) are associated with an increase in the hepatic levels of AQP9. Consistently, ablation of Aqp9 in obese diabetic leptin receptor-deficient db/db mice decreases plasma glucose levels by 10�% (Rojek et al., 2007). A model for the hepatic glucose metabolism based on Hill and step functions was recently devised as a way to integrate the hepatic entry and handling of glycerol in the glucose-insulin axis taking into account the (i) refilling/depletion of glycogen stores during the feeding or fasted state, (ii) the influence of plasma glycerol and (iii) the liver glycerol permeability to hepatic AQP9 protein levels (D�icco et al., 2016). To follow, a system of first-order ordinary differential equations was devised delineating the dynamical involvement of AQP9 in mouse liver glycerol permeability (Gena et al., 2017). Thus, assuming the liver glycerol permeability depends on the levels of AQP9 in hepatocyte, a mathematical function was generated describing the time course with which AQP9 is involved in mouse hepatic glycerol metabolism under different nutritional conditions. The theoretical relationship was derived fitting experimental data obtained with mice in the fed, starved or re-fed states. Such a model, appropriately adapted to the human liver, has good potentials to be used as a whole body-model for glucose metabolism in normal and metabolic disorders.

Liver AQP9 has also considerable relevance to lipid metabolism as G3P also represents a key substrate for TAG synthesis (Rodríguez et al., 2011 Lebeck, 2014). Coordinately, AQP9-depleted (Aqp9 −/− ) mice display reduced liver glycerol permeability and higher levels of plasma glycerol and TAG compared to wild type (WT) (Aqp9 +/+ ) mice (Rojek et al., 2007 Calamita et al., 2012). Liver AQP9 is also controlled transcriptionally by leptin (Rodríguez et al., 2011, 2015c), however, surprisingly, the regulations exerted by both insulin and leptin on AQP9 appear to be distinct when comparing rodents with humans (Lebeck, 2014 Calamita et al., 2015). In HepG2 cells, a human hepatocellular carcinoma cell line, insulin increased while leptin decreased AQP9 expression through the activation of the phosphatidylinositol 3-kinase/protein kinase B/mammalian target of rapamycin (PI3K/Akt/mTOR) signaling cascade (Rodríguez et al., 2011) and AMP protein kinase (AMPK), via forkhead box a2 (Fox a2) (Yokoyama et al., 2011). However, the regulation exerted by both insulin and leptin on human AQP9 expression remains an open question considering that a recent work did not detect AQP9 expression in HepG2 cells (Lindskog et al., 2016). Additional work is therefore needed to fully assess the way by which insulin and leptin modulate AQP9 expression in human liver.

In rat, the fasting-induced increase of liver AQP9 expression resulted a 2.6 times higher level in males than females (Lebeck et al., 2012a). Consistently, during fasting, male rats displayed unmodified plasma glycerol levels, whereas female rats displayed increased plasma glycerol levels. This was paralleled by the higher liver glycerol permeability in males than in females. Ovariectomy led to a fasted-induced profile comparable to that observed in male rats with increased liver AQP9 expression and unmodified plasma glycerol levels. These observations, together with the data acquired with the studies using cultured hepatocytes exposed to 17β-estradiol and an estrogen receptor β-agonist, suggest that the gender specific regulation of AQP9 during fasting contributes to the higher levels of plasma glycerol found in female rats than in male rats (Lebeck et al., 2012a). Decreased AQP9 protein levels were found in periportal hepatocytes of male rats in response to the peroxisome proliferator-activated receptor α (PPARα) (Lebeck et al., 2015). Obese women showed lower liver glycerol permeability compared to obese men whereas the hepatic levels of AQP9 between the two genders were comparable (Rodríguez et al., 2014). This significant observation may help explain why insulin resistance and Non-Alcoholic Fatty Liver Disease (NAFLD) have lower incidence in women than men. Gender-specific differences have been found as well for AQP3 and AQP7, two other aquaglyceroporins, with metabolic relevance in the adipose tissue (for review see Rodríguez et al., 2015b).

Probably due to the broad selectively of its channel, hepatocyte AQP9 seems to be of pleiotropic relevance, as roles in bile formation (Calamita et al., 2008 Portincasa and Calamita, 2012) and hepatic extrusion of catabolic urea (Jelen et al., 2012) have been reported. AQP9 has also been described to allow excretion of arsenic from the liver (Carbrey et al., 2009). AQP9 immunoreactivity has been also detected in the cholangiocytes lining the intrahepatic bile ducts (Gregoire et al., 2015), however, the related physiological significance remains undefined.

In addition to AQP9, but to a lesser extent and undermined by conflicting results, human hepatocytes have been also reported to express the other three aquaglyceroporins, AQP3, AQP7, and AQP10 (Rodríguez et al., 2014 Gregoire et al., 2015). Women showed increased hepatic transcript levels of AQP3 compared to men, but no gender dimorphism in the liver gene expression of AQP7 y AQP10 was observed (Rodríguez et al., 2014). Leptin upregulated AQP3 and downregulated AQP7 in the HepG2 hepatocytes (Rodríguez et al., 2011). However, in spite of these observations, the physiological meaning of hepatocyte AQP3, AQP7, and AQP10 in humans, if any, remains elusive. Human hepatic stellate cells (HSC) express AQP3 whose levels were reported to decrease during cell activation (Tardelli et al., 2017a,b). AQP3 is also found in human Kupffer cells (Gregoire et al., 2015) where it may play a role in cell repopulation during liver regeneration and be involved in the migration and proinflammatory secretion of cytokines that these cells undergo in the course of liver pathologies. Overall, the cellular and subcellular localization of AQP3, AQP7, and AQP10 in liver does not seem to overlap with that of AQP9, and additional studies are warranted to fully clarify their roles in liver. AQP9 (Tietz et al., 2005), in addition to AQP1 (Marrone et al., 2016), and AQP8 (Tietz et al., 2005 Marrone et al., 2016), has been located in rat hepatocyte membrane microdomains enriched in high-cholesterol, sphingomyelin and caveolin-1. Upon glucagon stimulation, the presence of AQP8, but not of AQP9, was increased in these membrane microdomains (Tietz et al., 2005).

The reported localization and suggested physiological relevance of liver aquaglyceroporins are described in Table 2. Figure 1 summarizes the roles played by AQP9 in liver under fasted and fed states in mouse.

TABLE 2. Reported localization and proposed physiological and pathophysiological relevance of liver aquaglyceroporins.

Liver Aquaglyceroporins in Disease

Consistent with their role in facilitating glycerol transport into and out of cells and the related control of fat accumulation and glucose homeostasis, hepatic aquaglyceroporins, in particular AQP9, are reported to be implicated in metabolic disorders affecting the liver (Table 2). The roles in metabolic diseases played by the hepatic AQPs belonging to the classic and unorthodox groups of AQPs have been reviewed elsewhere (Portincasa et al., 2008).

Liver Aquaglyceroporins in Fatty Liver Disease, Obesity, Diabetes Mellitus and Hepatocellular Carcinoma

The pathology of NAFLD is multifactorial and characterized by ectopic accumulation of TAG in the liver ranging from simple fatty liver (hepatic steatosis) to NASH and to cirrhosis (irreversible, advanced scarring of the liver) (Chalasani et al., 2012). NAFLD is often associated with the metabolic syndrome often characterized by obesity and diabetes mellitus with insulin resistance. NAFLD and NASH are the object of intensive investigation, especially regarding the pathogenic pathways leading to excessive TAG accumulation within the liver parenchyma (Tiniakos et al., 2010). AQP9 is hypothesized to be involved in the hepatic synthesis of TAG in NAFLD as indicated by (i) the amelioration of high fat diet-induced NAFLD in rats with knockdown of hepatic AQP9 (Cai et al., 2013), (ii) the increase in hepatocyte AQP9 expression accompanying the development of fatty liver in diet-induced obese (DIO) mice (Hirako et al., 2016), (iii) the impairment of hepatocyte AQP9 and glycerol permeability found in an animal model of NAFLD [leptin-deficient mice (ob/ob mice)] (Gena et al., 2013) and in patients with obesity, insulin-resistance and NAFLD (Rodríguez et al., 2014). However, some data do not support this hypothesis as db/db mice made AQP9 knockdown had similar TAG content as db/db mice (Spegel et al., 2015), and as unmodified AQP9 expression was found in obese ob/ob mice (Rodríguez et al., 2015c). The downregulation of AQP9 during obesity and/or diabetes could represent a compensatory mechanism selected at decreasing substrate availability for de novo TAG synthesis, thereby counteracting the ectopic accumulation of TAG into hepatocytes, and reducing gluconeogenesis, thereby thwarting the progression of hyperglycemia (Gena et al., 2013 Rodríguez et al., 2014, 2015b). However, in patients with morbid obesity, no relationship could be found between AQP9 expression and the degree of hepatic steatosis or fibrosis (Miranda et al., 2009). N3-PUFA (㲓 polyunsaturated fatty acids)-depleted female rats (an animal model of metabolic syndrome displaying various features of the disease including the hepatic over-accumulation of TAG) showed reduced AQP9 protein levels and increased hepatic glycerol uptake as compared to control animals (Portois et al., 2012a). It is therefore conceivable that AQP9 increases early during onset of steatosis while decreases at a later stage of the disease, when fat accumulation becomes excessive. Thus, the involvement of AQP9 in fatty liver should be contextualized within the origin of the disease, pathogenic profile and sex of the investigated animals and subjects. Further studies are therefore required to fully assess the etiopathological involvement and modulation of AQP9 in NAFLD-NASH. Nevertheless, the pharmacological interest toward liver AQP9 is strong as this aquaglyceroporin has good potentials to be a novel molecular target for therapeutic intervention in NAFLD and NASH. While selective small molecule AQP9 inhibitors with low micromolar IC50 values have already been reported and work is ongoing to increase the aqueous solubility of such blockers (Jelen et al., 2011 Wacker et al., 2013), preliminary studies using NAFLD cell models showed that silencing of AQP9 prevents or alleviates the degree of steatosis (Wang et al., 2013).

AQP9 seems to be of minor pathophysiological relevance in the fatty liver disease of alcoholic origin. A rapid increase in glycerol import and cell size was seen when rat primary hepatocytes were acutely exposed to acetaldehyde, an oxidation product derived from ethanol by the action of the hepatic enzyme alcohol dehydrogenase (Potter et al., 2011). The acute effects of acetaldehyde, while mediated by AQP9, were interpreted as mostly due to the binding of acetaldehyde to hepatocyte membranes and consequent changes in cell permeability. Exposure to ethanol, in spite of not changing AQP9 expression, increased the activity of GK and PEPCK (phosphoenolpyruvate carboxykinase), leading to increased production of G3P, which thereby could contribute to alcoholic hepatic steatosis (Potter et al., 2011).

Contrary to liver steatosis, a recent work using subcutaneously xenografted liver tumors in nude mice showed that hepatic AQP9 overexpression inhibit hepatocellular carcinoma by upregulating forkhead-box protein O1 (FOXO1) expression (Li et al., 2016). Decreased AQP9 expression was shown in hepatocellular carcinoma (Zhang et al., 2016). Novel strategies based on clinically feasible approaches may be developed to restore AQP9 expression for the prevention and treatment of hepatocellular carcinoma.

A recent study showed that treatment with estrogen protects against ovariectomy-induced hepatic steatosis by increasing hepatocyte AQP7 expression (Fu et al., 2016). Liver AQP7 was therefore suggested to play an important role in lipogenesis representing a potential target for the prevention and treatment of fatty liver disease in postmenopausal women.

Human HSC AQP3 was suggested to interact with the PNPLA3 I148M variant in causing hepatic steatosis, NASH, fibrosis and cancer (Tardelli et al., 2017a). A profound reduction of AQP3 in HSC carrying the PNPLA3 I148M polymorphism correlated with decreased PPARγ activation, which could be rescued by rosiglitazone, a PPARγ agonist, and blocking of JNK. This finding triggers the appealing idea that targeting AQP3 within HSCs activation may lead to the development of new treatments for liver fibrosis in PNPLA3 I148M patients.


Physiological relevance of energy metabolism and AMPK in white adipocytes

It is necessary to assess whether changes in energy metabolism occur in adipocytes during treatments that affect adiposity, insulin resistance, and other components of the metabolic syndrome. In this respect, the effects of several typical treatments such as administration of leptin, 57, 58, 59, 60, 61 bezafibrate, 62, 63 adrenoreceptor agonists, 48, 64, 65, 66, 67, 68 dietary n-3 polyunsaturated FA 69, 70, 71 or fasting 66, 72, 73, 74 can be compared with a phenotype of the aP2-Ucp1 transgenic mice. 20, 21, 26 In all of these situations, fat accumulation is reduced and disturbances related to the metabolic syndrome are improved. Importantly, in most cases the expression of various UCPs is upregulated, FA oxidation increased, en el lugar lipogenesis suppressed, and LPL-mediated clearance of TG in the white fat is augmented. Opposite changes in the activity of FA oxidation and lipogenesis probably reflect the elimination of an inhibitory effect of malonyl-CoA on the transport of FA into mitochondrial matrix mediated by carnitine palmitoyl transferase-1 (CPT-1). 75 In the white fat, due to a low activity of CPT-1, FA oxidation is relatively slow and FAs are directed towards esterification, 76 unless the oxidation is activated by leptin 77 and probably also by other treatments (see above). Alterations in the energy charge of adipocytes, as revealed by changes in the cellular ATP content and/or ATP/ADP and ATP/AMP ratios, were detected not only in the aP2-Ucp1 mice, 25, 27 but also during fasting 66 and after administration of β-adrenergic agonists. 64, 66

Experiments in the aP2-Ucp1 transgenic mice strongly support a role of adipocyte AMPK in situations that lead to a reduction of adiposity. Adenovirus-induced hyperleptinemia in rats activates AMPK and induces mitochondrial biogenesis and transcription factors PGC-1α and FOXC2. 61 Under these conditions, body fat is depleted, expression of UCP1 and UCP2 in white adipose tissue is upregulated, FA oxidation is increased, and expression of lipogenic genes is profoundly suppressed. In fact, the induction of UCPs by leptin in adipose tissue, leading to a drop in the intracellular energy charge, would partly explain the activation of AMPK. Correspondingly, in the skeletal muscle, AMPK mediates the effects of leptin on lipid metabolism 78, 79 and antidiabetic drugs such as TZD stimulate AMPK by decreasing the ATP/AMP ratio. 80 Furthermore, adipocyte-secreted hormone adiponectin with insulin-sensitizing properties increases glucose uptake into adipocytes by inducing AMPK. 81 In rodents, TZD stimulate AMPK in adipose tissue, 82 while parallel inductions of glycerol kinase 83 and phosphoenolpyruvate carboxykinase 84 presumably lead to a futile cycling of FA within the cells. However, such mechanism may not operate in human patients treated with TZD. 85 Recent studies even indicate the involvement of AMPK in the effects of physical exercise in adipose tissue. 86


Métodos

Asignaturas

Six young, healthy male volunteers participated in the study. Their mean age (range) was 24.3 years (22–28), weight 79.8 kg (73–86), and height 186 cm (180–191). The average body mass index was 23.1 kg m −2 (20.9–25.0). The lean body mass was 66.8 kg (63–73) and the fat mass was 11.7 kg (6.9–15.3). The abdominal fat mass in the region from the diaphragm to the femoral heads was 2.7 kg (1.6–3.4). Peak oxygen uptake was 3716 ml min −1 (3307–4161). The subjects were given a written and an oral description of the study and the possible risks and discomfort involved before giving their voluntary consent to participate. The study was performed according to the Declaration of Helsinki II and was approved by the Ethical Committee of the Copenhagen and Frederiksberg Communities, Denmark.

Protocolo

About 2 weeks prior to the experiment the subjects had their maximal oxygen uptake determined. They exercised in a semi-recumbent position on an electrically braked cycle ergometer (Ergometrics er900L, Ergoline, Bitz, Germany) initially at 50 W increasing by 50 W every 2 min until exhaustion. Oxygen uptake and carbon dioxide output were measured continuously during the test by an Oxycon champion system (Jaeger, Wuerzburg, Germany) using a facemask and the breath-by-breath technique. Whole body composition was determined by DEXA-scanning (Lunar DPX-IQ, software version 4.6c, Lunar Corporation, Madison, WI, USA) using the medium scan mode and extended research analysis. Abdominal fat mass was determined in a region of interest as described in Jensen et al. (1995) . On the days prior to the experiments the subjects consumed their habitual diet but refrained from food items containing carbohydrates from source with a high 13 C-background. Twenty-four hours prior to the experiment they refrained from vigorous physical activity. The experiment started at 8 a.m. when the subjects arrived in the laboratory after an overnight fast from 10 p.m. The experiment consisted in general of three periods, a pre-exercise resting period (baseline), an exercise period in which the subjects exercised at 60 % of their maximal power output, and a post-exercise resting period. The baseline, resting period was of 30 min duration, and it was initiated 90 min after the start of the infusions of indocyaninegreen (ICG), and a prime of NaH 13 CO3 ( 1.5 μmol kg −1 ), a primed ( 1.5 μmol kg −1 ) constant infusion of [1,1,2,3,3- 2 H5] glycerol ( 0.142 μmol kg −1 min −1 ) and a constant infusion of [U- 13 C] palmitate ( 0.0135 μmol kg −1 min −1 ). After the baseline period the subjects exercised for 60 min at 60 % of maximal power output. The exercise was performed in the semi-recumbent position. At the onset of exercise the infusion rate of [U- 13 C]palmitate and [1,1,2,3,3- 2 H5]glycerol was doubled and immediately on termination of exercise the infusion rate was decreased to the pre-exercise resting infusion rate. After exercise the subjects were studied for another 3 h during rest. During both the pre- and post-exercise periods subjects were in the recumbent position.

Acetate recovery was assessed in three of the volunteers at least 2 weeks after the above-described study was performed to correct for underestimation of FA oxidation rates. In addition, acetate recovery was assessed in three additional volunteers. The protocol was identical to that described above, but recovery was extended to 6 h. In addition, three of the volunteers were studied during 9 h at rest. A catheter was inserted in a forearm vein for the continuous infusion of [1,2- 13 C]acetate ( 0.104 μmol kg −1 min −1 ) with a NaH 13 CO3 prime ( 1.5 μmol kg −1 ). The acetate infusion rate during exercise was doubled at the onset of exercise and decreased to the resting infusion rate at termination of exercise. Whole body acetate recovery was determined by measuring 13 CO2 enrichment in the breath and used to correct whole body and splanchnic palmitate oxidation, as it has been shown that systemic acetate recovery is similar to splanchnic acetate recovery ( Mittendorfer et al. 1998 ).

Catheterizations

The subjects were catheterized in a subcutaneous vein on the anterior abdominal wall, in a hepatic vein and in a radial artery. The subcutaneous, abdominal vein was catheterized as previously described ( Simonsen et al. 1994 ) using a polyurethane catheter (o.d. 0.9 mm Ohmeda, Swindon, UK). The catheterization was done by ultrasound Colour-Doppler guidance, because this enables catheterization of a vein in the subcutaneous tissue not visible through the skin. After catheterization, the catheter was kept patent throughout the study by continuous infusion of isotonic sodium chloride at a rate of 40 ml h −1 . The right femoral vein was catheterized during local analgesia (lignocaine (lidocaine) 1 %, 5–10 ml) and a polyethylene catheter (o.d. 2.0 mm) was advanced to a right-sided hepatic vein and left en el lugar with the tip positioned 3–4 cm from wedge position during the rest of the experiment. The catheterization was done during fluoroscopic control. This catheter was kept patent during the experiment by regular flushing with isotonic sodium chloride containing 1 i.u. ml −1 heparin. Another catheter was inserted into the radial artery of the non-dominant arm during local analgesia (1 ml 1 % lignocaine). The catheterization was performed with an Artflon catheter (Ohmeda). The catheter was kept patent during the experiment by regular flushing with isotonic sodium chloride. A forearm vein was catheterized for infusion of ICG and the stable isotope tracers. After catheterization procedures, primed or constant infusions of ICG and metabolic tracers were started.

Measurements

Adipose tissue blood flow.

Adipose tissue blood flow was measured by the 133 Xe washout technique as described in Bülow (2001) . About 1 MBq of 133 Xe dissolved in 0.1 ml isotonic sodium chloride was injected into the subcutaneous, abdominal adipose tissue on the contralateral side of the catheter position. The washout of 133 Xe was registered by a scintillation counter system (Mediscint Oakfield Instruments, Oxford, UK) strapped to the skin above the 133 Xe depot. The calculation of adipose tissue blood flow was performed using an average tissue/blood partition coefficient of 8 for the subjects ( Bülow et al. 1987 ).

Splanchnic blood flow.

Splanchnic plasma flow was measured by continuous infusion of ICG ( Henriksen & Winkler, 1987 ). Immediately after the catheterization a primed (1 mg) continuous infusion ( 170 μg min −1 ) of ICG was given for the rest of the experiment. Blood samples for determination of splachnic plasma flow were drawn in triplicate (5 min intervals) at the same time as the metabolites were measured. The ICG concentration was determined in plasma by spectrophotometry at 804 and 905 nm. Splanchnic blood flow was calculated from splanchnic plasma flow by correction with simultaneously measured haematocrit values.

Blood sampling.

Blood samples were preferably drawn simultaneously from the three catheters. However, sometimes the blood flow level in the adipose tissue limited the rate at which blood could be drawn from the subcutaneous catheter, and in such situations a time delay developed between the samples drawn from this site and the samples drawn from the artery and hepatic vein. Generally, for measurements of glycerol, FA, TAG and 3-OH-butyrate, three sample-sets were drawn during the baseline rest period, three samples during exercise every 20 min, and finally every 30 min in the post-exercise period. The post-exercise period lasted 3 h. The blood was collected in vials at 4 °C, and whole blood was immediately deproteinized or the blood was collected in 4 °C EDTA-containing tubes and immediately centrifuged at 4 °C. The samples were stored at -20 °C until analysis.

Blood analysis.

The analyses were performed in duplicate. 3-OH-butyrate levels were measured in neutralized, deproteinized extracts of whole blood, and glycerol, FA and TAG were measured in plasma as previously described ( Bülow et al. 1999 ).

Tracer analysis.

Glycerol enrichment was measured by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS, Automass II, Finnigan, France). In preparation for GC-MS analysis, plasma samples were processed to make a trifluorobutyrate derivative of glycerol. For the preparation of the fluorobutyrate derivative of glycerol, 3 ml of ethanol: choloroform (2.3: 1) was added to 200 μl of plasma, mixed and centrifuged. The top layer was extracted again with 2 ml choroform and 1 ml of H2O (adjusted to pH = 2, with HCl), mixed and centrifuged. The top layer was evaporated under a stream of N2. Two hundred microlitres of heptafluorobutyric acid anhydride in ethylacetate (1:3 v/v) was added to the residue and heated for 10 min at 70 °C. The solution was evaporated under a stream of N2 and the residue re-dissolved in 1 ml ethyl acetate. The glycerol enrichment was determined by splitless injection of 1 μl onto a 30 m capillary fused-silica column (CP-SIL 8CB, Chrompack, The Netherlands), injector temperature was set at 265 °C. Helium carrier gas was used at a flow rate of 1.8 ml min −1 . Typically, the GC oven was programmed from an initial 50 °C to 300 °C ( 50 °C held 1 min 50–85 °C, ramp 20 °C min −1 , 85–88 °C, ramp 0.5 °C min −1 88–300 °C, ramp 50 °C min −1 , held for 10 min ). The instrument was controlled by Finnigan Lucy 4.0 software. The isotopic enrichment of glycerol was determined using electron impact ionization selectively monitoring ions at mass-to-charge ratio (m/z) of 252–256, representing the molecular ions of unlabelled (252) and labelled derivatives (256), respectively. The isotopic ratios corresponding to the ratio of isotopomer peak areas were automatically calculated at the end of each analysis by MassRatio V2.0 software (CMRC, Denmark).

Plasma palmitate concentration was determined by GC (Autosystem XL, Perkin Elmer, USA) using heptadecanoic acid as internal standard, and 13 C-enrichment of plasma palmitate was determined by gas chromatograph-combustion-isotope ratio mass spectrometry (GC-C-IRMS, Hewlett Packard 5890- Finnigan GC combustion III-Finnigan Delta plus , Finnigan MAT, Germany). In preparation of GC and GC-C-IRMS analysis, plasma samples were processed to make a methyl derivative of palmitate. To 200 μl of plasma 100 μl of the internal standard heptadecanoic acid ( 110 mg dl −1 ) was added, and lipids extracted according the Folch method ( Folch et al. 1957 ). The plasma tri-, di- and mono-acylglycerols, phospholipids, cholesterol and FAs were isolated by thin-layer chromatography (petroleum ether, diethyl ether, acetic acid, 120:25:1.5 v/v/v) on silica gel 60 plates (Merck, Germany). The plates were left to dry under nitrogen and sprayed with rhodamine 6G solution (0.01 % in methanol). The different lipid fractions were visualized under long-wave ultraviolet light and the FAs, identified by means of FA standards run on separate lanes of the same plate, scraped off into glass tubes. The FAs were extracted twice with hexane, which was then evaporated under a stream of nitrogen. To the isolated FA band, 2 ml of methanol and iso-octane (4:1 v/v), and 0.2 ml of acetyl chloride were added and heated for 1 h at 100 °C. Thereafter, 5 ml of 6 % potassium carbonate was added and mixed. After centrifugation, the upper layer was evaporated under N2 and re-dissolved in iso-octane. The FA concentrations were determined by injecting 2 μl in the split mode (1/5), onto a 30 m capillary fused-silica column (Rtx-2330, Restex, USA), injector temperature at 300 °C. Helium carrier gas was used at a flow rate of 1.8 ml min −1 . Typically, the GC oven was programmed from an initial 140 °C to 255 °C ( 140 °C held 1 min 140–194 °C, ramp 2 °C min −1 , 194–215 °C, ramp 4 °C min −1 215–255 °C, ramp 20 °C min −1 , held for 10 min ). The 13 C-palmitate enrichment was determined by injecting 2 μl onto a 30 m capillary fused-silica column (Rtx-2330, Restex, USA), via a HP-PTV injector. The injectors vent-flow was set at 5 p.s.i., and the initial temperature was 85 °C for 1 min followed by a ramp of 50 °C min −1 to 255 °C. Typically the GC oven was programmed from an initial 85 °C to 255 °C ( 85 °C held 2 min 85–135 °C, ramp 10 °C min −1 , 135–145 °C, ramp 1 °C min −1 145–255 °C, ramp 20 °C min −1 , held for 10 min ). The C-IRMS was controlled by Isodat ver6 software. The isotopic enrichment of palmitate was expressed as the Δ difference between the 13 C/ 12 C ratio of the sample and a known laboratory reference standard related to Pee Dee Belemnitella (PDB) limestone. The methyl derivative of palmitate contains 17 carbons of which 16 are from the palmitate, thus tracer/tracee ratio (TTR) of palmitate was corrected by a factor 17/16.

Samples of arterial, adipose and hepatic venous blood, and expired breath for measurement of 13 CO2 enrichment were determined by gas chromatograph-isotope ratio mass spectrometry (GC-IRMS, Deltaplus, Finnigan MAT, Germany). Ten ml of expired air was collected in a vacutainer. The 13 C/ 12 C ratio was determined by split injection (ratio 1: 4) of 20 μl of the expired air onto a poraplot Q column (Chrompack, The Netherlands), injector and column at 30 °C). For the determination of blood CO2 enrichment, CO2 was liberated by adding 0.5 ml of 2.5 m phosphoric acid to 0.5 ml of blood in a 10 ml vacutainer. The tubes were brought to pressure with pure helium. The 13 C- to 12 C ratio was determined by split injection (ratio 1 : 10) of 20 μl of the headspace on the GC-IRMS. The isotopic enrichment of breath or blood CO2 was expressed as the Δ per mil difference between 13 C/ 12 C of the sample and that of a known laboratory reference standard related to PDB.

Cálculos

Whole body measurements

dónde miCO2 is the breath 13 C/ 12 C ratio, VCO2 is the carbon dioxide output (μmol min −1 ) and ar is the mean acetate correction factor as measured in an identical experiment with [1,2- 13 C]acetate infusion (Fig. 1).

Acetate recovery during 9 h of rest, and 2 h rest followed by 1 h of exercise and 6 h of recovery

Los valores son medias ± s.e.m. Six subjects were studied using the same protocol as the actual study, but with an extended recovery period of 6 h. Acetate recovery was studied in three subjects during 9 h of rest.

Regional measurements.

C v,CO2, Ca,CO2, y miv,CO2, mia,CO2, are the blood CO2 concentration and enrichment in TTR in the hepatic vein and artery, respectively. Ca, Cv y mia, miv are the concentration and enrichment in TTR in the radial artery and hepatic or adipose vein, respectively. The parameter aC is the acetate correction factor measured at whole body level (Table 1) on the assumption that labelled carbon recovery from acetate across the splanchnic area is similar to that of the whole body ( Mittendorfer et al. 1998). All palmitate data were converted to total FA by dividing the palmitate data by the fractional contribution of palmitate total FA concentration of each subject (0.22 ± 0.1).

RER Fat oxidation (g min −1 ) FA oxidation (%) Ra,FA/Ra,glyc FArel/Glycrel FA upt/Rd,FA(%) FArel/Ra,FA(%) Glyc upt/Rdglyc(%) Glycrel/Ra,glyc(%)
Whole body
Rest 0.80 ± 0.02 0.08 ± 0.01 45 ± 4 2.4 ± 0.3
Ejercicio 0.85 ± 0.02 * 0.52 ± 0.10 * 71 ± 6 * 2.0 ± 0.3
3 h recovery 0.77 ± 0.03 * 0.10 ± 0.02 * 41 ± 4 2.5 ± 0.2
Splanchnic area
Rest 12 ± 4 4.8 ± 0.8 45 ± 7 17 ± 3 43 ± 10 7 ± 1
Ejercicio 15 ± 4 5.3 ± 1.3 24 ± 4 * 11 ± 3 37 ± 7 5 ± 1
3 h recovery 13 ± 4 6.2 ± 1.2 50 ± 8 * 17 ± 4 38 ± 4 7 ± 1
Abdominal fat tissue‡
Rest n.d. 2.8 ± 0.5 0.1 ± 1.0† 35 ± 7 2.7 ± 1.6 27 ± 2
Ejercicio n.d. 2.8 ± 0.4 −1.3 ± 1.3† 24 ± 4 2.2 ± 1.0 19 ± 3
3 h recovery n.d. 2.7 ± 0.4 2.0 ± 1.8† 38 ± 5 2.0 ± 0.5 41 ± 4 *
  • RER is the respiratory exchange ratio fat oxidation is the total fat oxidation measured via indirect calorimetry FA is fatty acid Ra is rate of appearance RD is rate of disappearance n.d., not detectable * significantly different from rest † not different from zero. ‡Fat tissue was 11.7 ± 1.1 kg for the 6 subjects from DEXA measurements, and assuming that abdominal fat is representative for all fat depots. The recovery data presented are the average of the measurements made after 2.5 and 3 h of recovery.

Whole body and splanchnic FA reesterification.

The fate of FA taken up by splanchnic tissue was estimated from the relative contributions of (1) oxidation, percentage palmitate taken up oxidized, (2) ketone body formation, estimated from the splanchnic 3-OH-butyrate output assuming that 1 FA is needed for the formation of 8 ketone bodies and that the 3-OH-butyrate and acetoacetate are formed in a 1 : 1 relation, (3) reesterification into TAG, estimated from the splanchnic net TAG release multiplied by 3.

Estadísticas.

All the data are presented as mean ± s.e.m. The results were analysed by repeated-measures ANOVA with time as a within-subject factor. The significance of substrate net exchange and tracer exchange was analysed by comparing mean values with zero using a paired t prueba.


Activation of adipose tissue glycerokinase contributes to increased white adipose tissue mass in mice fed a high-fat diet

Investigate the pathways of glycerol-3-P (G3P) generation for triacylglycerol (TAG) synthesis in retroperitoneal (RWAT) and epididymal (EWAT) white adipose tissues from high-fat diet (HFD)-fed mice.

Métodos

Mice were fed for 8 weeks a HFD and glycolysis, glyceroneogenesis and direct phosphorylation of glycerol were evaluated, respectively, by 2-deoxyglucose uptake, phosphoenolpyruvate carboxykinase (PEPCK-C) activity and pyruvate incorporation into TAG-glycerol, and glycerokinase activity and glycerol incorporation into TAG-glycerol in both tissues.

Resultados

HFD increased body and adipose tissue mass and serum levels of glucose and insulin, which were accompanied by glucose intolerance. RWAT and EWAT from HFD-fed mice had increased rates of de novo fatty acid (FA) synthesis (52% and 255%, respectively). HFD increased lipoprotein lipase (LPL) activity and content in EWAT (107%), but decreased in RWAT (79%). HFD decreased the lipolytic response to norepinephrine (57%, RWAT and 25%, EWAT), β3-adrenoceptor content (50%), which was accompanied by a decrease in phosphorylated-hormone-sensitive lipase (

80%) and phosphorylated-adipocyte triacylglycerol lipase (

60%) in both tissues. HFD decreased the in vitro rates of glucose uptake (3.5- and 6-fold), as well as in glyceride-glycerol synthesis from pyruvate (

3.5-fold) without changes in PEPCK-C activity and content in RWAT and EWAT, but increased glycerokinase activity(

3-fold) and content (90 and 40%) in both tissues.

Conclusión

The data suggest that direct phosphorylation of glycerol by glycerokinase may be responsible for maintaining the supply of G3P for the existing rates of FA esterification and TAG synthesis in RWAT and EWAT from HFD-fed mice, contributing, along with a lower lipolytic response to norepinephrine, to higher adiposity.


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